Zwierzęta laboratoryjne. Zwierzęta laboratoryjne, cele i metody ich wykorzystania w wirusologii. Warunki i definicje

W pracy diagnostycznej laboratoriów bakteriologicznych często konieczne jest uciekanie się do zakażania tzw. zwierząt laboratoryjnych, czyli doświadczalnych. Najczęściej w codziennej praktyce wykorzystuje się do tego celu małe, najtańsze zwierzęta: białe myszy i szczury, świnki morskie, króliki oraz ptaki, gołębie i kury. Psy i koty są używane rzadziej, a nawet rzadziej - Różne rodzaje zwierzęta hodowlane. Celem biologicznych metod badawczych jest określenie patogeniczności lub stopnia zjadliwości badanego materiału, wyizolowanie czystych kultur drobnoustrojów z materiału, oddzielenie mikroorganizmów chorobotwórczych od mieszaniny z gatunkami saprofitycznymi itp. Powszechnie wykorzystuje się także zwierzęta laboratoryjne w praktyce serologicznej: świnki morskie- w celu uzyskania dopełniacza, króliki (owce, cielęta) - w produkcji różnych surowic aglutynujących, hemolizyny, erytrocytów itp. W celu wytworzenia specjalnych pożywek, od zwierząt pozyskuje się krew, surowicę, różne narządy, tkanki itp. zwierzęta laboratoryjne są szeroko stosowane w określaniu właściwości leków biologicznych i chemioterapeutycznych, a także w pracach naukowych i eksperymentalnych. Zwierzęta laboratoryjne wykorzystuje się także do diagnozowania niektórych chorób zakaźnych, modelowania doświadczalnych ostrych i przewlekłych procesów infekcyjnych, ustalania zjadliwości i toksyczności badanych szczepów drobnoustrojów, określania aktywności przygotowanych szczepionek oraz badania ich bezpieczeństwa.

Laboratoria bakteriologiczne do prac rutynowych hodują zwierzęta laboratoryjne zazwyczaj w specjalnie do tego celu zorganizowanych odchowalniach. Dzięki temu zawsze możliwe jest uzyskanie wystarczającej ilości przebadanego i nienagannej jakości materiału doświadczalnego. Jeśli zwierzęta nie są hodowane, a jedynie trzymane w laboratorium, wówczas pomieszczenie dla nich nazywa się wiwarium. Nowe partie zwierząt pozyskiwane są ze szkółek. Warunki zakwaterowania i żywienia na tych oddziałach są prawie takie same, dlatego w poniższym materiale nie będzie rozróżnienia pomiędzy wskazanymi strukturami laboratoryjnymi.

Krótka informacja na temat utrzymania, hodowli, karmienia i chorób zwierząt laboratoryjnych

Trzymanie zwierząt w żłobkach powinno, o ile to możliwe, odpowiadać warunkom ich bytowania w przyrodzie. Przepis ten dotyczy w szczególności dzikich, wolno urodzonych zwierząt i ptaków (dzikie gołębie, wróble, domowe). szare myszy i szczury). W niesprzyjających dla nich warunkach przetrzymywania i karmienia zwierzęta te szybko giną w niewoli (zwłaszcza wróble i szare myszy). Warunkiem pomyślnego funkcjonowania szkółki jest ścisłe przestrzeganie wszelkich zasad weterynaryjnych, sanitarnych, zootechnicznych i zoohigienicznych. Te ostatnie przewidują trzymanie zwierząt w przestronnych, lekkich, suchych i czystych klatkach, w dobrze wentylowanych pomieszczeniach o normalnej temperaturze, racjonalne i pożywne żywienie oraz prowadzenie działań profilaktycznych w celu zapobiegania różnym chorobom. W szkółce duże znaczenie ma dobry skład buhajów (samców i samic).

Szkółka (wiwarium) musi mieć kilka działów do trzymania różnych typów zwierząt (króliki, świnki morskie, myszy itp.). Struktura wiwarium obejmuje:

wydział kwarantanny i adaptacji nowo przybyłych zwierząt;

doświadczalna klinika biologiczna do trzymania zwierząt doświadczalnych;

izolatki dla zwierząt podejrzanych o choroby zakaźne i chorych, których zniszczenie, zgodnie z warunkami doświadczenia, jest niepożądane;

pomieszczenie doświadczalne (lub pomieszczenie manipulacyjne), w którym przeprowadza się ważenie, termometrię, infekcję, szczepienie zwierząt, pobieranie od nich krwi i inne procedury.

Wyposażenie sali doświadczalnej jest każdorazowo uzależnione od zadań i warunków prowadzonych badań naukowych.

Oddział kwarantanny, oddział zwierząt doświadczalnych oraz izolatka dla zwierząt zakażonych zlokalizowane są w pomieszczeniach ściśle odizolowanych od siebie oraz od wszystkich pozostałych pomieszczeń wiwarium.

Oprócz głównych jednostek konstrukcyjnych wymienionych powyżej, wiwarium powinno zawierać:

a) kuchnię paszową składającą się z dwóch przylegających do siebie pomieszczeń do obróbki i produkcji pasz z niezależnymi wyjściami na korytarz z każdego pomieszczenia, spiżarni ze specjalnie wyposażonymi skrzyniami (metalowymi lub wyłożonymi blachą) oraz lodówkami do przechowywania zapasów paszy,

b) wydział dezynfekcji i mycia składający się z 2 pomieszczeń, połączonych autoklawem przejściowym lub komorą sucho-cieplną.

Pracę działu dezynfekcji i mycia determinuje stan materiału przyjętego do obróbki. Zainfekowany materiał, taki jak klatki, ściółka, karmniki, jest w pierwszej kolejności dezynfekowany, a następnie mechanicznie czyszczony i myty. Materiał nie stwarzający ryzyka infekcji należy najpierw oczyścić mechanicznie, a następnie (w razie potrzeby) wysterylizować.

Myjnia w odpowiednio zorganizowanym wiwarium posiada zsyp na śmieci do usuwania nieczystości oraz wózek widłowy do dostarczania materiałów i sprzętu do wiwarium.

Obok działu dezynfekcji i mycia znajduje się magazyn czystego (zapasowego) sprzętu wraz z klatkami, poidłami, karmnikami itp., pomieszczenia gospodarcze oraz blok sanitarny (prysznic i toaleta) dla personelu obsługi.

Zgodnie z obowiązującymi przepisami sanitarnymi wiwarium zlokalizowane jest w oddzielnym budynku lub na ostatnim piętrze budynku laboratoryjnego. Umieszczając wiwarium w budynku laboratoryjnym, należy je całkowicie odizolować od wszystkich innych pomieszczeń.

Pomieszczenie do przetrzymywania zwierząt laboratoryjnych powinno być ciepłe, jasne i suche, wyposażone w centralne ogrzewanie, oświetlenie naturalne i sztuczne, wymuszoną wentylację nawiewno-wywiewną, doprowadzenie ciepłej i zimnej wody.

Podłogi w wiwarium wykonane są z materiału wodoodpornego, bez listew przypodłogowych i ze spadkiem w kierunku otworów lub rynien podłączonych do kanalizacji. Ściany pokryte są glazurą, sufity i drzwi pomalowane są farbą olejną.

zwierzęta laboratoryjne, zwierzęta hodowane specjalnie do badań medycznych, weterynaryjnych i biologicznych. Do tradycyjnego L. zh. obejmują białe myszy, białe szczury, różne rodzaje chomików, świnki morskie, króliki, koty, psy; do nietradycyjnych szczurów bawełnianych, norników, myszoskoczków, fretek, oposów, pancerników, małp, miniświnek, miniosłów, torbaczy, ryb, płazów itp. Istnieje grupa ptaków laboratoryjnych (kurczaki, gołębie, przepiórki itp.) .). Z wyjątkiem L. zh. w doświadczeniach wykorzystuje się zwierzęta domowe, najczęściej owce i świnie. Producentami surowic odpornościowych i diagnostycznych są konie, osły, barany i króliki. Eksperymentalnie wykorzystuje się także wiele bezkręgowców (robaki, roztocza, owady, np. Drosophila), a także pierwotniaki.

L. zh. są kontrolowane na podstawie wskaźników genetycznych, środowiskowych, morfologicznych i stanu zdrowia. Są hodowane w specjalnych szkółkach lub wiwariach w instytucjach naukowych. Wykorzystane w eksperymencie nieliniowe L. zh. musi charakteryzować się wysokim stopniem heterozygotyczności. Im mniejsza jest zamknięta populacja zwierząt hodowanych nieliniowo, tym większy jest wśród nich stopień wzrostu chowu wsobnego. Do badań coraz częściej wykorzystuje się zwierzęta homozygotyczne (wsobne, liniowe) hodowane na zasadzie bliskiego chowu wsobnego (ryc. 1). Znanych jest około 670 szczepów myszy, 162 szczepów szczurów, 16 szczepów świnek morskich, 66 szczepów chomików, 4 szczepy myszoskoczków i 7 szczepów kurczaków. Każda linia ma swoją własną charakterystykę w zestawie genów, wrażliwość na różne antygeny i czynniki stresowe. Zwierzęta liniowe są systematycznie monitorowane pod kątem homozygotyczności. Podczas hodowli L. zh. otrzymują 5 miotów myszy rocznie, średnio 7 myszy w każdym miocie, odpowiednio u szczurów 5 i 7, u świnek morskich 3 i 5, u królików 4 i 6. Pomieszczenia do L. zh.(wiwaria) muszą być wysoce higieniczne, przestronne, z 10-krotną wymianą powietrza na godzinę i wilgotnością powietrza 5065%. Na 1 m2 powierzchni umieszcza się 65 dorosłych lub 240 młodych myszy, 20 x 100 szczurów, 30 x 40 chomików, 15 x 18 świnek morskich i 3 x 4 króliki. W jednej klatce nie może znajdować się więcej niż 15 myszy, 10 szczurów, 5 chomików i świnek morskich oraz 1 królik. Co najmniej 50% powierzchni wiwarium przeznaczone jest na pomieszczenia gospodarcze. Aby uniknąć wymiany czynników zakaźnych, nie wolno ich przechowywać różne rodzaje L. zh. w tym samym pomieszczeniu lub klatce. Myszy, szczury, świnki morskie i chomiki trzyma się głównie w plastikowych pojemnikach w kształcie stożka z pokrywką z siatki; króliki, psy, małpy i ptaki w metalowych klatkach. Tace i klatki umieszczane są na stojakach o wymiarach 1 x 6 poziomów (ryc. 2), wyposażonych w automatyczne poidła i podajniki bunkrowe, a przed użyciem są dokładnie myte i dezynfekowane środkami fizycznymi lub chemicznymi. Kąpiele myszy i szczurów są zastępowane co tydzień czystymi. Usuwanie z nich śmieci oraz mycie odbywa się w specjalnym pomieszczeniu wyposażonym w odpowiednie urządzenia lub pralki. Karmią L. zh. pasza naturalna lub brykietowane koncentraty według opracowanego zapotrzebowania dziennego. Brykietowaną paszę umieszcza się w karmnikach na kilka dni. Służy L. zh. przeszkolony personel, który przeszedł badania lekarskie.

L. zh. charakterystyczne dla wielu choroba zakaźna: salmonelloza, listerioza, gronkowiec, ospa, biegunka wirusowa, limfocytowe zapalenie opon mózgowo-rdzeniowych, kokcydioza, robaczyca, grzybice, infekcje przenoszone przez kleszcze itp. Występuje utajone nosicielstwo (szczególnie u szczurów) bakterie chorobotwórcze i wirusy, ukryte formy chorób zakaźnych o mało zbadanej etiologii. Niektóre infekcje L. zh. są zooantroponozy. Zapobieganie chorobom L. zh. w oparciu o ścisłe przestrzeganie zasad sanitarno-higienicznych, maksymalną dezynfekcję środowisko(pomieszczenia, powietrze, sprzęt, pasza, ściółka itp.). Produkcja jest zorganizowana w niektórych krajach L. zh. bez konkretów czynniki chorobotwórcze, tak zwane zwierzęta SPF (patrz Zwierzęta sterylne). Rosnąca potrzeba L. zh. doprowadziło do powstania nauki L. zh., który obejmuje genetykę, ekologię, morfologię, fizjologię, patologię i inne sekcje, a także specjalną hodowlę zwierząt laboratoryjnych. W wielu krajach (USA, Wielka Brytania, Niemcy, Francja, ZSRR itp.) istnieją odpowiednie ośrodki naukowe, których prace koordynuje Międzynarodowy Komitet Nauki L. zh.(YCLAS).

Literatura:
Bashenina N.V., Przewodnik po utrzymaniu i hodowli nowych gatunków małych gryzoni w praktyce laboratoryjnej. M., 1975;
Zasady sanitarne dotyczące projektowania, wyposażenia i konserwacji eksperymentalnych klinik biologicznych (wiwariów), M., 1973.

Publikacje na ten temat:

1. https://doi.org/10.30895/1991-2919-2018-8-4-207-217.

1. Makarova M.N., Rybakova A.V., Gushchin Ya.A., Shedko V.V., Muzhikyan A.A., Makarov V.G. Cechy anatomiczne i fizjologiczne przewód pokarmowy u ludzi i zwierząt laboratoryjnych // Międzynarodowy Biuletyn Medycyny Weterynaryjnej. -2016, nr 1. –S. 82-104.
2. Voronin S.E., Makarova M.N., Kryshen K.L., Alyakrinskaya A.A., Rybakova A.V. Fretki jako zwierzęta laboratoryjne // Międzynarodowy Biuletyn Weterynaryjny. -2016, nr 2. –S. 103-116.
3. Rybakova A.V., Kovaleva M.A., Kalatanova A.V., Vanatiev G.V., Makarova M.N. Świnie karłowate jako obiekt badań przedklinicznych // Międzynarodowy Biuletyn Weterynaryjny. -2016, nr 3. –S. 168-176.
4. Voronin S.E., Makarova M.N., Kryshen K.L., Alyakrinskaya A.A., Rybakova A.V. Fretki jako zwierzęta laboratoryjne // Materiały IV Międzynarodowego Kongresu Farmakologów i Toksykologów Weterynaryjnych „Leki skuteczne i bezpieczne w medycynie weterynaryjnej”. Petersburg, 2016. –S. 46-47.
5. Goryacheva M.A., Gushchin Ya.A., Kovaleva M.A., Makarova M.N. Możliwość zastosowania chlorowodorku lidokainy i chlorku potasu do eutanazji królików laboratoryjnych // Materiały IV Międzynarodowego Kongresu Farmakologów i Toksykologów Weterynaryjnych „Leki skuteczne i bezpieczne w medycynie weterynaryjnej”. Petersburg, 2016. –S. 55-56.
6. Rybakova A.V., Makarova M.N. Prawidłowe utrzymanie i pielęgnacja świń karłowatych do badań przedklinicznych // Materiały IV Międzynarodowego Kongresu Farmakologów i Toksykologów Weterynaryjnych „Skuteczne i bezpieczne leki w medycynie weterynaryjnej”. Petersburg, 2016. –S. 46-47.
7. Susoev A.I., Avdeeva O.I., Muzhikyan A.A., Shedko V.V., Makarova M.N., Makarov V.G. Doświadczenie w badaniach przedklinicznych preparatu dyspergującego doustnie leki o chomikach // Streszczenia VII konferencji naukowo-praktycznej” Rzeczywiste problemy ocena bezpieczeństwa leku.” Aplikacja elektroniczna do magazynu „Sechenovskiy Vestnik”. -2016, nr 2(24). -Z. 34-35.
8. Kalatanova A.V., Avdeeva O.I., Makarova M.N., Muzhikyan A.A., Shedko V.V., Vanatiev G.V., Makarov V.G., Karlina M.V., Pozharitskaya O.N. Zastosowanie woreczków policzkowych chomika w badaniach przedklinicznych leków dyspergowanych w jamie ustnej //Apteka. -2016, nr 7. -Z. 50-55.
9. Rybakova A.V., Makarova M.N., Makarov V.G. Wykorzystanie królików w badaniach przedklinicznych // Międzynarodowy Biuletyn Medycyny Weterynaryjnej. -2016, nr 4. –S. 102-106.
10. Gaidai E.A., Makarova M.N. Wykorzystanie koszatniczek jako zwierząt laboratoryjnych // Międzynarodowy Biuletyn Medycyny Weterynaryjnej. -2017, nr 1. –S. 57-66.
11. Rybakova A.V., Makarova M.N. Charakterystyka zootechniczna utrzymywania świń karłowatych w wiwariach doświadczalnych // Międzynarodowy Biuletyn Medycyny Weterynaryjnej. -2017, nr 1. –S. 66-74.
12. Makarova M.N., Makarov V.G., Rybakova A.V., Zozulya O.K. Żywienie zwierząt laboratoryjnych. Podstawowe diety. Przesłanie 1. // Międzynarodowy Biuletyn Medycyny Weterynaryjnej. -2017, nr 2. –S. 91-105.
13. Makarova M.N., Makarov V.G., Shekunova E.V. Wybór gatunków zwierząt do oceny neurotoksyczności substancji farmakologicznych // International Veterinary Journal. -2017, nr 2. –S. 106-113.
14. Rybakova A.V., Makarova M.N. Wykorzystanie myszoskoczków w badaniach biomedycznych // Międzynarodowy Biuletyn Weterynaryjny. -2017, nr 2. –S. 117-124.
15. Bondareva E.D., Rybakova A.V., Makarova M.N. Charakterystyka zootechniczna utrzymywania świnek morskich w wiwariach doświadczalnych // Międzynarodowy Biuletyn Weterynaryjny. -2017, nr 3. –S. 108-115.
16. Gushchin Ya.A., Muzhikyan A.A., Shedko V.V., Makarova M.N., Makarov V.G. Anatomia porównawcza górny odcinek przewodu pokarmowego zwierząt doświadczalnych i ludzi // Międzynarodowy Biuletyn Medycyny Weterynaryjnej. -2017, nr 3. –S. 116-129.
17. Makarova M.N., Makarov V.G. Żywienie zwierząt laboratoryjnych. Oznaki niedoboru i nadmiaru białka, tłuszczu, węglowodanów i witamin. Wiadomość 2. // Międzynarodowy Biuletyn Medycyny Weterynaryjnej. -2017, nr 3. –S. 129-138.
18. Makarova M.N., Rybakova A.V., Kildibekov K.Yu. Wymagania dotyczące oświetlenia pomieszczeń wiwarium i wychowu zwierząt laboratoryjnych // Międzynarodowy Biuletyn Weterynaryjny. -2017, nr 3. –S. 138-147.
19. Rybakova A.V., Makarova M.N. Wykorzystanie chomików w badaniach biomedycznych // Międzynarodowy Biuletyn Medycyny Weterynaryjnej. -2017, nr 3. –S. 148-157.
20. Makarova M.N., Makarov V.G., Rybakova A.V. Żywienie zwierząt laboratoryjnych. Oznaki niedoboru i nadmiaru związków mineralnych. Wiadomość 3 // Międzynarodowy Biuletyn Medycyny Weterynaryjnej. -2017, nr 4. –S. 110-116.
21. Muzhikyan A.A., Zaikin K.O., Gushchin Ya.A., Makarova M.N., Makarov V.G. Morfologia porównawcza wątroby i pęcherzyka żółciowego ludzi i zwierząt laboratoryjnych // Międzynarodowy Biuletyn Weterynaryjny. -2017, nr 4. –S. 117-129.
22. Rybakova A.V., Makarova M.N. Wykorzystanie świnek morskich w badaniach biomedycznych // International Veterinary Journal. -2018, nr 1. –S. 132-137.
23. Gushchin Ya.A., Muzhikyan A.A., Shedko V.V., Makarova M.N., Makarov V.G. Morfologia porównawcza dolnej części przewodu pokarmowego zwierząt doświadczalnych i człowieka // Międzynarodowy Biuletyn Medycyny Weterynaryjnej. -2018, nr 1. – s. 138-150.
24. Rudenko L., Kiseleva I., Krutikova E., Stepanova E., Rekstin A., Donina S., Pisareva M., Grigorieva E., Kryshen K., Muzhikyan A., Makarova M., Sparrow E.G., Marie-Paule GT Uzasadnienie szczepienia trójwalentnymi lub czterowalentnymi żywymi atenuowanymi szczepionkami przeciw grypie: Skuteczność szczepionki ochronnej w modelu fretek // PLOS ONE. – 2018 r. – s. 1-19.
25. Rybakova A.V., Makarova M.N., Kukharenko A.E., Vichare A.S., Rueffer F.-R. Istniejące wymagania i podejścia do dawkowania leków u zwierząt laboratoryjnych // Vedomosti Centrum naukowe badanie funduszy zastosowanie medyczne. – 2018, 8(4). – s. 207-217.

Ze względu na fakt, że wirusy mogą rozmnażać się jedynie w żywych komórkach, już na najwcześniejszych etapach rozwoju wirusologii szeroko stosowano hodowlę wirusów w organizmie zwierząt laboratoryjnych, specjalnie hodowanych do badań nad nimi.

Stosowane: 1) do wykrywania wirusa w PM 2) pierwotna izolacja wirusa z PM 3) gromadzenie masy wirusowej 4) utrzymywanie wirusa w laboratorium w stanie aktywnym. 5) miareczkowanie wirusa 6) jako obiekt badawczy w pH 6) uzyskanie surowic hiperimmunizowanych. Wykorzystywane zwierzęta: białe myszy (wścieklizna, pryszczyca), białe szczury (świńska grypa, choroba Aujeszky'ego), świnki morskie (wścieklizna, pryszczyca, nosówka). Króliki (wścieklizna, śluzaki królików).

Wymagania dla zwierząt laboratoryjnych - zwierzę musi być wrażliwe ten wirus; jego wiek ma znaczenie bardzo ważne do hodowli wielu wirusów. Większość wirusów rozmnaża się lepiej w organizmie młodych, a nawet nowonarodzonych zwierząt; standardową czułość osiąga się poprzez selekcję zwierząt w określonym wieku i tej samej masie ciała. Największy standard pod względem wrażliwości mają tzw. zwierzęta liniowe powstałe w wyniku chowu wsobnego przez kilka pokoleń; zwierzęta laboratoryjne muszą być zdrowe. Zwierzęta wchodzące do wiwarium laboratorium wirusologicznego należy wyprowadzać z sejfu choroba zakaźna farmy. Są przetrzymywani w kwarantannie i poddawani obserwacji klinicznej. Jeśli pojawi się choroba, zostaną zniszczone.

Zwierzęta umieszcza się tak, aby z jednej strony zapewnić funkcjonowanie wszystkich układów organizmu w określonych granicach. norma fizjologiczna natomiast wykluczone jest wzajemne zakażanie i rozprzestrzenianie się infekcji poza wiwarium. Stosowany u zwierząt różnych gatunków różne sposoby indywidualny znacznik. W przypadku dużych zwierząt i kurczaków stosuje się metalowe zawieszki z wytłoczonym numerem. W przypadku wykorzystania w doświadczeniu małej grupy zwierząt i przez krótki okres czasu, można przyciąć sierść ze śladami na grzbiecie i biodrach. Znakowanie białych myszy i białych szczurów można przeprowadzić poprzez amputację poszczególnych palców na przednich lub tylnych kończynach. Często stosowana jest metoda nanoszenia kolorowych plam na wełnę niepigmentowaną. Zakażenie zwierząt laboratoryjnych.

• 1. podskórnie - plecy.
• 2. Śródskórnie – pięta
• 3. Domięśniowo - udo
• 4. Dożylnie – w ogon (po wcieraniu). gorąca woda i ściśnięte)
• 5. Donosowo - kropla do nosa (najpierw podaje się słabe znieczulenie eterowe, aby zapobiec kichaniu)
• 6. Międzymózgowy - czaszkę dokładnie nawierca się igłą, nie naciska, kropla sama zniknie.

Wszystkie powierzchnie są wstępnie nasmarowane jodowanym alkoholem.

Laboratorium przygotowawcze. zwierzęta (na przykładzie białej myszy)

• - Skórę nasmarowano środkiem dezynfekującym.
• - Wykonuje się nacięcie wzdłuż linii białej.
• - Otwarcie mostka - pobiera się płuca i umieszcza je w rurce nr 1
• - Autopsja Jama brzuszna- pobiera się wątrobę, śledzionę, nerkę i umieszcza w probówce nr 2.
• - Czaszka jest otwarta. Pobiera się mózg, wykonuje się skrawki z 4 warstw, kawałki umieszcza się na bibule filtracyjnej i wykonuje się odciski na szkle.

GOST 33216-2014

Grupa T58

STANDARD MIĘDZYPAŃSTWOWY

PRZEWODNIK PO PRZECHOWYWANIU I OPIECE NAD ZWIERZĘTAMI LABORATORYJNYMI

Wytyczne dotyczące zakwaterowania i opieki nad zwierzętami. Przepisy specyficzne dla gatunku dla gryzoni laboratoryjnych i królików

ISS 13.020.01

Data wprowadzenia 2016-07-01

Przedmowa

Cele, podstawowe zasady i podstawową procedurę prowadzenia prac nad normalizacją międzystanową określono w GOST 1.0-92 „System normalizacji międzystanowej. Postanowienia podstawowe” oraz GOST 1.2-2009 „System normalizacji międzystanowej. Normy międzystanowe, zasady, zalecenia dotyczące normalizacji międzystanowej. Zasady rozwoju, adopcji, wniosków, aktualizacji i anulowań”

Informacje standardowe

1 OPRACOWANE przez Partnerstwo Non-Profit „Stowarzyszenie Specjalistów w Pracy ze Zwierzętami Laboratoryjnymi” (Rus-LASA)

2 WPROWADZONE przez Techniczny Komitet Normalizacyjny TC 339 „Bezpieczeństwo surowców, materiałów i substancji”

3 PRZYJĘTY przez Międzystanową Radę ds. Normalizacji, Metrologii i Certyfikacji (protokół z dnia 22 grudnia 2014 r. N 73-P)

4 Na mocy rozporządzenia Federalnej Agencji ds. Regulacji Technicznych i Metrologii z dnia 9 listopada 2015 r. N 1733-st wprowadzono w życie normę międzystanową GOST 33216-2014 jako normę krajową Federacja Rosyjska od 1 lipca 2016 r

5 Niniejsza norma jest zgodna z międzynarodowym dokumentem Europejska Konwencja o ochronie zwierząt kręgowych wykorzystywanych do celów doświadczalnych i innych celów naukowych (ETS N 123)* (ETS N 123).
________________
* Dostęp do dokumentów międzynarodowych i zagranicznych wymienionych tutaj i w dalszej części tekstu można uzyskać, klikając link do strony internetowej http://shop.cntd.ru. - Uwaga producenta bazy danych.


Przenieść z po angielsku(en).

Poziom zgodności – nierównoważny (NEQ)

6 WPROWADZONE PO RAZ PIERWSZY


Informacje o zmianach w tym standardzie publikowane są w rocznym indeksie informacyjnym „Normy Krajowe”, a tekst zmian i poprawek w miesięcznym indeksie informacyjnym „Standardy Krajowe”. W przypadku rewizji (zastąpienia) lub unieważnienia niniejszej normy odpowiednia informacja zostanie opublikowana w miesięcznym indeksie informacyjnym „Normy krajowe”. Istotne informacje, zawiadomienia i teksty zamieszczane są także w serwisie System informacyjny do użytku ogólnego - na oficjalnej stronie internetowej Federalnej Agencji Regulacji Technicznych i Metrologii w Internecie

Wstęp

Wstęp

Państwa członkowskie Rady Europy zdecydowały, że ich celem jest ochrona zwierząt wykorzystywanych do celów doświadczalnych i innych celów naukowych, co gwarantuje, że ewentualny ból, cierpienie, dystres lub uszkodzenie z trwałymi konsekwencjami zdrowotnymi wynikającymi z procedur będzie ograniczone do minimum.

Efektem było podpisanie i ratyfikacja przez większość państw członkowskich Rady Europy (wszystkie państwa UE, a także Macedonię, Norwegię, Serbię, Zjednoczone Królestwo Wielkiej Brytanii i Irlandii Północnej, Szwajcarię) Konwencji o Ochronie zwierząt kręgowych wykorzystywanych do celów doświadczalnych lub innych celów naukowych ETS N 123, Strasburg, 18 marca 1986 r. (zwanej dalej Konwencją).

Konwencja obejmuje wszelkie działania związane z wykorzystaniem zwierząt laboratoryjnych: przetrzymywanie i opieka nad zwierzętami, przeprowadzanie doświadczeń, humanitarne uśmiercanie (eutanazja), wydawanie pozwoleń na wykorzystanie zwierząt w procedurach, kontrola hodowców, dostawców i użytkowników, edukacja i szkolenie personelu , rachunkowość statystyczna. Konwencja zawiera dwa załączniki techniczne zawierające wytyczne dotyczące opieki i utrzymania zwierząt laboratoryjnych (załącznik A) oraz tabele przedstawiające informacje statystyczne dotyczące liczby zwierząt wykorzystywanych do celów naukowych (załącznik B).

Co najmniej raz na pięć lat Konwencja podlega rewizji w trakcie wielostronnych konsultacji stron prowadzonych przez grupę roboczą, w celu analizy zgodności jej postanowień ze zmieniającymi się okolicznościami i nowymi danymi naukowymi. W efekcie zostaje podjęta decyzja o rewizji niektórych postanowień Konwencji lub przedłużeniu ich obowiązywania.

W ramach konsultacji strony angażują państwa niebędące członkami Rady Europy, a także współdziałają z organizacjami pozarządowymi reprezentującymi interesy szeregu specjalistów: badaczy, weterynarze, hodowcy zwierząt laboratoryjnych, stowarzyszenia praw zwierząt, specjaliści w dziedzinie nauk o zwierzętach, przedstawiciele przemysłu farmaceutycznego i inne osoby, które uczestniczą w spotkaniach grup roboczych w charakterze obserwatorów.

W 1998 r. sygnatariusze Konwencji podjęli decyzję o rewizji Załącznika A. Grupa robocza zakończyła rewizję Załącznika A na 8. spotkaniu (22-24 września 2004 r.) i przekazała ją do zatwierdzenia Wielostronnym Konsultacjom. W dniu 15 czerwca 2006 r. podczas 4. wielostronnych konsultacji stron Europejskiej konwencji o ochronie zwierząt kręgowych wykorzystywanych do celów doświadczalnych i innych celów naukowych przyjęto zmieniony załącznik A do konwencji. W niniejszym załączniku określono wymagania dotyczące trzymania zwierząt i opieki nad nimi nowoczesna wiedza i dobrą praktykę. Wyjaśnia i uzupełnia główne postanowienia artykułu nr 5 Konwencji. Celem tej aplikacji jest pomoc agencje rządowe, instytucje i osoby w dążeniu do osiągnięcia celów Rady Europy w tym zakresie.

Rozdział „Część ogólna” zawiera przewodnik dotyczący umieszczania, utrzymywania i opieki nad wszystkimi zwierzętami wykorzystywanymi do celów doświadczalnych i innych celów naukowych. Dodatkowe zalecenia dotyczące najczęściej używanych typów znajdują się w odpowiednich sekcjach. Jeżeli w takim rozdziale brakuje informacji, należy zastosować się do wymagań podanych w części ogólnej.

Sekcje dotyczące poszczególnych gatunków opracowano w oparciu o zalecenia grup ekspertów dotyczące pracy z gryzoniami, królikami, psami, kotami, fretkami, naczelnymi innymi niż ludzie, zwierzętami hodowlanymi, świnkami miniaturowymi, ptakami, płazami, gadami i rybami. Grupy ekspertów dostarczyły dodatkowe informacje naukowe i praktyczne, na podstawie których sformułowano zalecenia.

Załącznik A zawiera porady dotyczące projektowania obiektów utrzymania zwierząt (wiwarii), a także zalecenia i wytyczne dotyczące zgodności z wymogami Konwencji. Zalecane standardy lokalu są jednak minimalnym akceptowalnym standardem. W niektórych przypadkach może zaistnieć konieczność ich zwiększenia, gdyż indywidualne potrzeby mikrośrodowiska mogą znacząco różnić się w zależności od rodzaju zwierzęcia, jego wieku, kondycja fizyczna, gęstość utrzymania, cel trzymania zwierząt, np. w celach hodowlanych lub doświadczalnych, a także czas ich trzymania.

Zmieniony załącznik A wszedł w życie 12 miesięcy po jego przyjęciu w dniu 15 czerwca 2007 r.

Norma ta została opracowana z uwzględnieniem przepisów Europejskiej Konwencji o ochronie zwierząt kręgowych wykorzystywanych do celów doświadczalnych i innych celów naukowych (ETS nr 123), w szczególności Załącznika A i art. nr 5 Konwencji.

Seria GOST „Wytyczne dotyczące opieki i utrzymania zwierząt laboratoryjnych” została opracowana w oparciu o i obejmuje wszystkie postanowienia Załącznika A do Konwencji o ochronie zwierząt kręgowych wykorzystywanych do celów doświadczalnych i innych celów naukowych, a co za tym idzie, niniejsze standardy są zharmonizowane z wymaganiami europejskimi w tym zakresie.

1 obszar zastosowania

Niniejsza norma ustanawia ogólne wymagania dotyczące trzymania, utrzymania i opieki nad gryzoniami laboratoryjnymi i królikami wykorzystywanymi do celów edukacyjnych, doświadczalnych i innych celów naukowych.

2 Odniesienia normatywne

W niniejszej normie zastosowano odniesienia normatywne do następującej normy:

GOST 33215-2014 Wytyczne dotyczące utrzymania i opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi. Zasady wyposażenia pomieszczeń i organizacji procedur

Uwaga - przy korzystaniu z tej normy zaleca się sprawdzenie ważności norm referencyjnych w publicznym systemie informacyjnym - na oficjalnej stronie internetowej Federalnej Agencji Regulacji Technicznych i Metrologii w Internecie lub za pomocą rocznego indeksu informacyjnego „Normy krajowe” , który ukazał się z dniem 1 stycznia bieżącego roku, oraz w sprawie emisji miesięcznego indeksu informacyjnego „Normy Krajowe” za rok bieżący. Jeżeli norma odniesienia zostanie zastąpiona (zmieniona), to przy stosowaniu tej normy należy kierować się normą zastępującą (zmienioną). Jeżeli norma odniesienia zostanie unieważniona bez zastąpienia, wówczas przepis, w którym następuje odniesienie do niej, stosuje się w części, która nie dotyczy tego odniesienia.

3 Terminy i definicje

W normie tej zastosowano terminy z odpowiednimi definicjami - zgodnie z GOST 33215-2014.

4 Wymagania specyficzne dla gatunku dotyczące trzymania gryzoni

4.1 Wprowadzenie

4.1.1 Myszy

Mysz laboratoryjna została wyhodowana z dzikiej myszy domowej (Mus musculus), zwierzęcia kopiącego i wspinającego się, które prowadzi głównie nocny tryb życia i buduje gniazda w celu regulacji warunków mikrośrodowiska, schronienia i rozmnażania. Myszy bardzo dobrze się wspinają, ale niechętnie przechodzą otwarte przestrzenie i wolą trzymać się blisko schronień – ścian lub innych obiektów. Rodzaj organizacji społecznej społeczności myszy jest zróżnicowany i zależy głównie od gęstości zaludnienia. Samce aktywne rozrodczo wykazują wyraźne zachowania terytorialne, a samice w ciąży i karmiące piersią mogą stać się agresywne podczas obrony gniazd. Ponieważ myszy, zwłaszcza albinosy, mają słaby wzrok polegają głównie na węchu i pozostawiają ślady moczu w swoim środowisku. Myszy mają również bardzo ostry słuch i są wrażliwe na ultradźwięki. Istnieją znaczne różnice w zachowaniu myszy różnych szczepów.

4.1.2 Szczury

Szczur laboratoryjny został wyhodowany ze szczura szarego (Rattus norvegicus). Szczury są zwierzętami społecznymi, unikają otwartych przestrzeni i używają śladów moczu do oznaczania terytorium. Ich zmysł węchu i słuchu jest wysoko rozwinięty, a szczury są szczególnie wrażliwe na ultradźwięki; Widzenie w dzień jest słabe, ale w przypadku niektórych linii pigmentowych widzenie jest dość ostre w słabym świetle. Szczury albinosy unikają oświetlenia powyżej 25 luksów (lx). Aktywność szczurów wzrasta w nocy. Młode zwierzęta są bardzo ciekawskie i często angażują się w zabawy społeczne.

4.1.3 Myszoskoczki

Myszoskoczek mongolski (Meriones sp.) to zwierzę społeczne, które prowadzi głównie nocny tryb życia, ale w warunkach laboratoryjnych pozostaje aktywne w świetle dziennym. W dzikiej przyrody myszoskoczki kopią nory z wejściami do tuneli w celu ochrony przed drapieżnikami i dlatego często wykazują stereotypowe kopanie w warunkach laboratoryjnych, jeśli nie zapewniono im warunków do kopania.

4.1.4 Chomiki

Dzikim przodkiem chomika laboratoryjnego jest Mesocricetus sp. - zwierzę prowadzące przeważnie samotny tryb życia. Samice chomików są większe i bardziej agresywne niż samce i mogą poważnie zranić partnera. Chomiki często tworzą w swojej klatce wydzielone miejsce na toaletę i zaznaczają to terytorium wydzielinami gruczołów znajdujących się po bokach ciała. Samice chomików często zjadają swoje dzieci, aby zmniejszyć liczbę posiadanego potomstwa.

4.1.5 Świnki morskie

Dzikie świnki morskie (Cavia porcellus) to społeczne, aktywnie poruszające się gryzonie, które nigdy nie kopią nor, lecz osiedlają się w schroniskach lub korzystają z norek innych ludzi. Dorosłe samce mogą być wobec siebie agresywne, ale generalnie agresja jest rzadka. Świnki morskie mają tendencję do zamarzania, jeśli usłyszą nieoczekiwany dźwięk. Mogą wpaść w panikę jako cała grupa i uciec w odpowiedzi na nagły i nieoczekiwany ruch. Świnki morskie są szczególnie wrażliwe na przenoszenie z miejsca na miejsce i mogą wówczas zamarznąć na trzydzieści minut lub dłużej.

4.2 Kontrola siedlisk

4.2.1 Wentylacja - zgodnie z GOST 33215-2014, pkt 4.1.

4.2.2 Temperatura

Gryzonie należy trzymać w temperaturze od 20°C do 24°C. W przypadku trzymania w grupach temperatura w klatkach ze stałym dnem jest często wyższa od temperatury pokojowej, a nawet przy dobrej wentylacji może ją przekroczyć o 6°C. Materiał do budowy gniazd i domów pozwala zwierzętom na samodzielną kontrolę mikroklimatu. Specjalna uwaga Należy zachować ostrożność, aby utrzymać temperaturę w systemach barierowych i tam, gdzie trzymane są zwierzęta bezwłose.

4.2.3 Wilgotność

Wilgotność względna w pomieszczeniu dla gryzoni powinna być utrzymywana w przedziale od 45% do 65%. Wyjątkiem są myszoskoczki, które powinny mieć wilgotność względną 35-55%.

4.2.4 Oświetlenie

Oświetlenie klatki powinno być słabe. Regały na klatki powinny mieć przyciemnioną górną półkę, aby zmniejszyć ryzyko zwyrodnienia siatkówki u zwierząt, zwłaszcza albinosów, trzymanych w górnej kondygnacji klatek. Do obserwacji zwierząt w ciemności w fazie aktywnej można wykorzystać światło czerwone, niewidoczne dla gryzoni.

4.2.5 Hałas

Ponieważ gryzonie są bardzo wrażliwe na ultradźwięki i wykorzystują je do komunikacji, konieczne jest minimalizowanie obcych sygnałów dźwiękowych w tym zakresie. Ultradźwięki (powyżej 20 kHz) emitowane przez sprzęt laboratoryjny, w tym cieknące krany, koła wózków i monitory komputerowe, mogą powodować nieprawidłowe zachowanie i problemy reprodukcyjne u zwierząt. Zaleca się okresowe pomiary poziomu hałasu w pomieszczeniach inwentarskich w szerokim zakresie częstotliwości i w długim okresie czasu.

4.2.6 Wymagania dotyczące systemów alarmowych - zgodnie z GOST 33215-2014, pkt 4.6.

4.3 Warunki i czynniki wpływające na zdrowie zwierząt podano w GOST 33215-2014, punkty 6.1 i 6.4.

4.4.1 Umiejscowienie

Zwierzęta społeczne powinny być trzymane w stałych i harmonijnych grupach, choć w niektórych przypadkach, np. gdy dorosłe samce myszy, chomiki czy myszoskoczki trzymane są razem, trzymanie grupowe może być problematyczne ze względu na agresję wewnątrzgatunkową.

Jeżeli istnieje ryzyko agresji lub zranienia, zwierzęta można trzymać pojedynczo. Należy unikać zakłócania stabilnych i harmonijnych grup, ponieważ może to powodować bardzo silny stres u zwierząt.

4.4.2 Wzbogacanie siedlisk

Klatki i materiały stosowane do wzbogacania środowiska powinny umożliwiać zwierzętom normalne zachowanie i zmniejszać prawdopodobieństwo wystąpienia sytuacji konfliktowych.

Materiały ściółkowe i do budowy gniazd, a także schronienia, są ważnymi składnikami siedlisk gryzoni, wykorzystywanymi do celów rozrodu, utrzymania kolonii lub celów doświadczalnych. Muszą one przez cały czas przebywać w klatce, chyba że jest to sprzeczne ze względami weterynaryjnymi lub zagraża dobrostanowi zwierząt. Jeśli konieczne jest usunięcie takich materiałów z klatek, należy to zrobić po konsultacji z personelem sprawującym opiekę nad zwierzętami i kompetentną osobą odpowiedzialną za doradztwo w zakresie dobrostanu zwierząt.

Materiał do budowy gniazda musi umożliwiać zwierzętom zbudowanie kompletnego, zamkniętego gniazda. Jeśli nie jest to możliwe, należy zapewnić zwierzętom domki lęgowe. Materiał ściółkowy powinien wchłaniać mocz i być używany przez zwierzęta do pozostawiania śladów moczu. Materiały do ​​budowy gniazd są niezbędne dla myszy, szczurów, chomików i myszoskoczków, ponieważ pozwalają im stworzyć odpowiednie mikrośrodowisko do odpoczynku i hodowli. Domki lęgowe i inne schronienia są ważne dla świnek morskich, chomików i szczurów.

Świnkom morskim należy zawsze podawać materiały takie jak siano do przeżuwania i chowania się.

Drewniane pałeczki do żucia można wykorzystać jako wzbogacenie siedliska dla wszystkich laboratoryjnych gryzoni.

Przedstawiciele większości gatunków gryzoni starają się podzielić klatkę na kilka stref - do spożycia i przechowywania pożywienia, odpoczynku i oddawania moczu. To oddzielenie może opierać się raczej na znaku zapachowym niż na zapachu bariera fizyczna, niemniej jednak częściowe bariery mogą być przydatne, ponieważ pozwalają zwierzętom nawiązywać kontakty z sąsiadami klatki lub, odwrotnie, ich unikać. Aby zwiększyć złożoność środowiska, zdecydowanie zaleca się użycie dodatkowych obiektów. Rury, pudełka i stojaki wspinaczkowe to przykłady konstrukcji stosowanych z powodzeniem w przypadku gryzoni. Dodatkowo pozwalają na zwiększenie powierzchni użytkowej komórki.

Myszoskoczki potrzebują więcej przestrzeni niż inne gatunki gryzoni. Powierzchnia klatki powinna umożliwiać im budowanie i/lub użytkowanie nor o odpowiedniej wielkości. Myszoskoczki do kopania, zakładania gniazd i zakopywania wymagają grubej warstwy ściółki, która powinna mieć długość do 20 cm.

Aby to zapewnić, należy rozważyć użycie półprzezroczystych lub lekko zabarwionych komórek dobra recenzja do monitorowania zwierząt bez niepokojenia ich.

Te same zasady dotyczące jakości i ilości przestrzeni, materiałów wzbogacających środowisko oraz inne wymagania określone w niniejszym dokumencie powinny mieć zastosowanie do systemów barier, takich jak systemy klatek indywidualnie wentylowanych (IVC), chociaż ich cechy konstrukcyjne mogą wymagać modyfikacji w związku z powyższym. zasady.

4.4.3 Ogrodzenie: wymiary i konstrukcja podłogi

Klatki powinny być wykonane z materiałów łatwych do czyszczenia i zaprojektowane tak, aby umożliwić prowadzenie obserwacji bez niepokojenia zwierząt.

Gdy młode zwierzęta staną się aktywne, wymagają proporcjonalnie więcej przestrzeni niż dorosłe zwierzęta.

4.4.3.1 Wymiary

W tej i kolejnych tabelach zawierających wytyczne dotyczące pomieszczeń dla gryzoni „wysokość klatki” odnosi się do odległości między podłogą a górną krawędzią klatki, przy czym ponad 50% minimalnej powierzchni klatki wymaganej, aby znajdowało się na tej wysokości, zanim zostaną dodane materiały w celu utworzenia środowisko bogate w bodźce (wzbogacanie środowiska).

Planując procedury, należy wziąć pod uwagę wzrost zwierząt, aby zapewnić im wystarczającą przestrzeń życiową (szczegółową w tabelach 1-5) przez cały okres badań.

4.4.3.2 Konstrukcja podłogi

Lepsza jest podłoga pełna z podkładem lub podłoga perforowana niż podłoga z listew lub siatki. W przypadku stosowania klatek z podłogą rusztową lub siatką, zwierzętom należy zapewnić, jeśli nie jest to sprzeczne z warunkami doświadczenia, podłogę solidną lub przykrytą ściółką do odpoczynku. W przypadku świnek morskich alternatywą mogą być poprzeczki. Dopuszczalne jest nieużywanie ściółki podczas krycia zwierząt.

Podłogi siatkowe mogą powodować poważne obrażenia, dlatego należy je dokładnie sprawdzić pod kątem luźnych części i ostrych krawędzi, a następnie niezwłocznie je usunąć.

Kobiety włączone później W okresie ciąży, porodu i karmienia młode należy trzymać wyłącznie w klatkach z solidnym dnem i ściółką.

Tabela 1 – Myszy: minimalne rozmiary klatek (wybiegów).

Tabela 2 – Szczury: minimalne rozmiary klatek (ogrodzenia).

Tabela 3 – Myszoskoczki: minimalne rozmiary klatek (ogrodzeń)

Tabela 4 – Chomiki: minimalne rozmiary klatek (ogrodzeń)

Tabela 5 – Świnki morskie: minimalne rozmiary klatek (ogrodzenia).

4.4.4 Karmienie - zgodnie z GOST 33215-2014, pkt 6.6.

4.4.5 Podlewanie - zgodnie z GOST 33215-2014, pkt 6.7.

4.4.6 Materiał ściółkowy, gniazdowy i chłonny - zgodnie z GOST 33215-2014, pkt 6.8.

4.4.7 Czyszczenie klatek

Chociaż należy zachować wysokie standardy higieny, wskazane może być pozostawienie na zwierzętach śladów zapachu. Należy unikać zbyt częstego czyszczenia klatek, szczególnie w przypadku trzymania samic w ciąży lub z potomstwem, ponieważ zakłócenie może spowodować, że samica zje potomstwo lub zakłóci swoje matczyne zachowanie.

Decyzję o częstotliwości czyszczenia klatek należy podjąć, biorąc pod uwagę rodzaj używanej klatki, gatunek zwierzęcia, gęstość kolonii oraz zdolność systemów wentylacyjnych do utrzymania wymagana jakość powietrze w pomieszczeniu.

4.4.8 Postępowanie ze zwierzętami

Należy dążyć do jak najmniejszego niepokojenia zwierząt i nie zakłócania warunków ich przetrzymywania, co jest szczególnie ważne w przypadku chomików.

4.4.9 Eutanazja – zgodnie z GOST 33215-2014, pkt 6.11.

4.4.10 Prowadzenie ewidencji – zgodnie z GOST 33215-2014, pkt 6.12.

4.4.11 Identyfikacja - zgodnie z GOST 33215-2014, pkt 6.13.

5 Specyficzne dla gatunku wymagania dotyczące hodowli królików

5.1 Wprowadzenie

W naturalnych warunkach króliki (Oryctolagus cuniculi) żyją w koloniach. Trzymane w niewoli należy zapewnić im odpowiednią przestrzeń ze wzbogaconym środowiskiem, którego brak może prowadzić do utraty normalnej aktywności ruchowej i wystąpienia nieprawidłowości szkieletowych.

5.2 Kontrola siedlisk

5.2.1 Wentylacja - zgodnie z GOST 33215-2014, pkt 4.1.

5.2.2 Temperatura

Króliki należy trzymać w temperaturze od 15°C do 21°C. Temperatura w pomieszczeniach z dnem pełnym, w których trzymana jest grupa królików, jest najczęściej wyższa od temperatury pokojowej i nawet przy dobrze działającym systemie wentylacji może ją przekroczyć o 6°C.

Materiał do budowy gniazd i/lub domów daje zwierzętom możliwość samodzielnego kontrolowania mikroklimatu. Szczególną uwagę należy zwrócić na odczyty temperatury w systemach barierowych.

5.2.3 Wilgotność

Wilgotność względna powietrza w pomieszczeniach do trzymania królików nie powinna być niższa niż 45%.

5.4.1 Umiejscowienie

Młode króliki i samice należy trzymać w harmonijnych grupach. Trzymanie w izolatce jest dopuszczalne, jeśli powodem jest dobrostan zwierząt lub względy weterynaryjne. Decyzję o umieszczeniu zwierząt w izolatce w celach doświadczalnych należy podjąć po konsultacji z personelem opiekującym się zwierzętami oraz odpowiedzialną osobą mającą obowiązki doradcze w zakresie warunków fizycznych i stan psychiczny Zwierząt. Dorosłe, niesterylizowane samce mogą być agresywne terytorialnie i nie powinny być trzymane z innymi niesterylizowanymi samcami. Do grupowego trzymania młodych i dorosłych samic królików doskonale sprawdzają się kojce podłogowe z bogatym siedliskiem. Należy jednak ściśle monitorować grupę, aby zapobiec ewentualnej agresji. Rodzeństwa z miotu, które mieszkają razem od chwili odsadzenia od matki, idealnie nadają się do chowu grupowego. W przypadkach, gdy trzymanie w grupie nie jest możliwe, zwierzęta należy trzymać jak najbliżej siebie, w zasięgu wzroku.

5.4.2 Wzbogacanie siedlisk

Odpowiednie materiały do ​​wzbogacania siedlisk królików obejmują paszę objętościową, bloki siana lub patyczki do żucia oraz konstrukcje zapewniające schronienie.

W kojcach podłogowych przeznaczonych do chowu grupowego należy przewidzieć umieszczenie barier oddzielających i konstrukcji schronień umożliwiających stamtąd obserwację zwierząt. Podczas hodowli królikom należy zapewnić materiał do budowy gniazd i skrzynki porodowe.

5.4.3 Ogrodzenie: wymiary i konstrukcja podłogi

Preferowane są klatki prostokątne, których powierzchnia podwyższenia nie powinna przekraczać 40% całkowitej powierzchni podłogi. Półka powinna umożliwiać zwierzętom siedzenie i leżenie, a także swobodne poruszanie się pod nią. Chociaż wysokość klatki powinna umożliwiać królikowi siedzenie tak, aby końcówki uniesionych uszu nie dotykały sufitu, ten sam wymóg nie dotyczy podniesionej platformy. Jeżeli istnieją wystarczające naukowe lub weterynaryjne powody, aby nie umieszczać takiej półki w klatce, wówczas powierzchnia klatki powinna być o 33% większa w przypadku jednego królika i 60% większa w przypadku dwóch królików. Jeśli to możliwe, króliki należy trzymać w kojcach.

5.4.3.1 Wymiary

Tabela 6 – Króliki powyżej 10 tygodni: minimalne rozmiary ogrodzenia

Dane w tabeli 6 dotyczą zarówno klatek, jak i wybiegów. Klatki muszą mieć podniesioną platformę (patrz Tabela 9). Wybiegi muszą być wyposażone w bariery oddzielające umożliwiające zwierzętom inicjację kontakty społeczne lub ich unikaj. Do powierzchni wybiegu należy do każdego trzeciego do szóstego królika umieszczonego w wybiegu dodać 3000 cm, a za każdego kolejnego po 2500 cm.

Tabela 7 – Samice królika z młodymi: minimalne rozmiary płotu

Co najmniej na 3-4 dni przed porodem samicy należy zapewnić wydzieloną przegródkę lub boks porodowy, w którym będzie mogła zbudować gniazdo. Lepiej jest, jeśli pudełko porodowe zostanie umieszczone poza miejscem, w którym stale trzymana jest samica. Powinieneś także zapewnić słomę lub inny materiał do zrobienia gniazda. Ogrodzenie dla królików rozrodowych powinno być zorganizowane w taki sposób, aby samica mogła oddalić się od dorosłych królików zdolnych do opuszczenia gniazda i przenieść się do osobnego pomieszczenia, schronienia lub na wzniesieniu. Po odsadzeniu króliki z tego samego miotu powinny być trzymane razem tak długo, jak to możliwe, w tym samym pomieszczeniu, w którym się urodziły.

W pomieszczeniu hodowlanym może przebywać maksymalnie osiem osobników z miotu do ukończenia przez nie siedmiu tygodni. Na minimalnej dopuszczalnej powierzchni wybiegu można trzymać pięć osobników z miotu w wieku 8–10 tygodni.


Tabela 8 – Króliki poniżej 10 tygodnia życia: minimalne rozmiary ogrodzenia

Dane w tabeli 8 dotyczą zarówno klatek, jak i wybiegów. Wybiegi powinny być wyposażone w barierki separacyjne umożliwiające zwierzętom inicjowanie lub unikanie kontaktów społecznych. Po odsadzeniu rodzeństwo z miotu powinno być trzymane razem tak długo, jak to możliwe, w tym samym pomieszczeniu, w którym się urodziło.


Tabela 9 – Króliki powyżej 10 tygodnia życia: optymalne wymiary podwyższonej platformy w pomieszczeniach o wymiarach podanych w Tabeli 6.

Aby zapewnić prawidłowe użycie w przypadku podestu podniesionego i ogólnie ogrodzenia Tabela 9 pokazuje optymalne wymiary i wysokość, na której znajduje się podest. Dopuszczalne jest odchylenie do 10% w kierunku zmniejszania lub zwiększania podanych wymiarów. Jeżeli istnieją wystarczające przesłanki naukowe lub weterynaryjne, aby nie umieszczać takiej półki w wybiegu, wówczas powierzchnia wybiegu powinna być o 33% większa dla jednego królika i o 60% większa dla dwóch królików, aby zapewnić im miejsce do normalnego funkcjonowania. aktywność fizyczna i umiejętność unikania kontaktu z osobą dominującą.

Dla królików nie starszych niż 10 tygodni optymalne wymiary podwyższonej platformy to 55 cm25 cm, a jej wysokość nad podłogą powinna umożliwiać zwierzętom korzystanie zarówno z platformy, jak i przestrzeni pod nią.

5.4.3.2 Dno komórki

Nie należy stosować ogrodzeń z podłogą rusztową bez zapewnienia obszaru wystarczającego do jednoczesnego odpoczynku wszystkich zwierząt. Podłogi pełne z podkładem lub podłogami perforowanymi są lepsze niż podłogi rusztowe lub siatkowe.
ISS 13.020.01

Słowa kluczowe: zwierzęta laboratoryjne, gryzonie, króliki

Tekst dokumentu elektronicznego
przygotowane przez Kodeks JSC i zweryfikowane względem:
oficjalna publikacja
M.: Standartinform, 2016