Aktywność enzymatyczna mikroorganizmów jest bogata i zróżnicowana. Za jego pomocą można ustalić nie tylko gatunek i typ drobnoustroju, ale także określić jego odmiany (tzw. biowary). Rozważmy główne właściwości enzymatyczne i ich określenie jakościowe.
Rozkład węglowodanów(aktywność sacharylityczna), tj. zdolność do rozkładania cukrów i alkoholi wielowodorotlenowych z utworzeniem kwasu lub kwasu i gazu, bada się na pożywkach Hiss, które zawierają jeden lub drugi węglowodan i wskaźnik. Pod wpływem kwasu powstającego podczas rozkładu węglowodanów wskaźnik zmienia barwę podłoża. Dlatego środowiska te nazywane są „serią barwną”. Mikroorganizmy, które nie fermentują danego węglowodanu, rosną na pożywce, nie zmieniając jej. O obecności gazu decyduje tworzenie się pęcherzyków w pożywce z agarem lub jego akumulacja w „pływaku” na pożywce ciekłej. „Pływak” to wąska szklana rurka z uszczelnionym końcem skierowanym do góry, którą przed sterylizacją umieszcza się w probówce z pożywką (ryc. 18).
Ryż. 18. Badanie aktywności sacharylitycznej mikroorganizmów. I - „różnorodny rząd”: a - płynna pożywka z węglowodanami i wskaźnikiem Andrede'a; b - podłoże półpłynne ze wskaźnikiem BP: 1 - mikroorganizmy nie fermentują węglowodanów; 2 - mikroorganizmy fermentują węglowodany, tworząc kwas; 3 - mikroorganizmy fermentują węglowodany, tworząc kwas i gaz; II - kolonie mikroorganizmów nierozkładających się (bezbarwne) i rozkładających laktozę (fioletowe na podłożu EMC - po lewej, czerwone na podłożu Endo - po prawej)
Ponadto bada się aktywność sacharylityczną na podłożach Endo, EMS i Ploskirev. Mikroorganizmy fermentując znajdujący się w tych pożywkach cukier mleczny (laktozę) do kwasu, tworzą barwne kolonie – kwas zmienia barwę wskaźnika obecnego w pożywkach. Kolonie drobnoustrojów niefermentujących laktozy są bezbarwne (patrz ryc. 18).
Mleko stwardnieje z powodu rozwoju drobnoustrojów fermentujących laktozę.
Kiedy mikroorganizmy wytwarzające amylazę rosną na pożywce zawierającej rozpuszczalną skrobię, skrobia ulega rozkładowi. Dowiadują się o tym dodając do kultury kilka kropli płynu Lugola – kolor podłoża nie ulega zmianie. Niestrawiona skrobia daje w tym roztworze niebieską barwę.
Właściwości proteolityczne(tj. zdolność do rozkładania białek, polipeptydów itp.) bada się na pożywkach zawierających żelatynę, mleko, serwatkę i pepton. Kiedy drobnoustroje fermentujące żelatynę rosną na podłożu żelatynowym, podłoże ulega upłynnieniu. Charakter upłynniania powodowanego przez różne drobnoustroje jest różny (ryc. 19). Mikroorganizmy rozkładające kazeinę (białko mleka) powodują peptonizację mleka – przybiera ono wygląd serwatki. Podczas rozkładu peptonów może uwolnić się indol, siarkowodór i amoniak. Ich powstawanie określa się za pomocą papierków wskaźnikowych. Bibułę filtracyjną wstępnie impregnuje się określonymi roztworami, suszy, kroi na wąskie paski o długości 5-6 cm i po wysianiu kultury na MPB umieszcza pod korkiem pomiędzy nią a ścianką probówki. Po inkubacji w termostacie wynik jest brany pod uwagę. Amoniak powoduje, że papierek lakmusowy zmienia kolor na niebieski; gdy siarkowodór uwolni się na kartkę papieru namoczoną w 20% roztworze octanu ołowiu i wodorowęglanu sodu, powstaje siarczan ołowiu - papier staje się czarny; indol powoduje zaczerwienienie kartki papieru namoczonej w roztworze kwasu szczawiowego (patrz ryc. 19).
Ryż. 19. Właściwości proteolityczne mikroorganizmów. 1 - formy upłynniania żelatyny; II - oznaczanie siarkowodoru; III – oznaczanie indolu: 1 – wynik negatywny; 2 - wynik pozytywny
Oprócz tych pożywek zdolność mikroorganizmów do rozkładania różnych substratów odżywczych określa się za pomocą krążków papierowych impregnowanych określonymi odczynnikami (papierowe systemy wskaźnikowe „SIB”). Krążki te umieszcza się w probówkach z badaną kulturą i po 3 godzinach inkubacji w termostacie w temperaturze 37°C, rozkład węglowodanów, aminokwasów, białek itp. ocenia się na podstawie zmiany koloru krążków.
Właściwości hemolityczne (zdolność niszczenia czerwonych krwinek) bada się w pożywce krwi. W tym przypadku pożywki płynne stają się przezroczyste, a na pożywkach gęstych wokół kolonii pojawia się przezroczysta strefa (ryc. 20). Kiedy tworzy się methemoglobina, podłoże zmienia kolor na zielony.
Ryż. 20. Hemoliza wokół kolonii rosnących na agarze z krwią
Ochrona kultur
Wyizolowane i zbadane kultury (szczepy) cenne dla nauki lub produkcji przechowywane są w muzeach żywych kultur. Muzeum Ogólnounijne mieści się w Państwowym Instytucie Badawczym Standaryzacji i Kontroli Medycznych Preparatów Biologicznych im. L. A. Tarasevich (GISK).
Celem przechowywania jest utrzymanie żywotności mikroorganizmów i zapobieganie ich zmienności. Aby to zrobić, konieczne jest osłabienie lub zatrzymanie wymiany w komórce drobnoustroju.
Jedną z najbardziej zaawansowanych metod długotrwałego utrwalania kultur jest liofilizacja – suszenie w próżni ze stanu zamrożonego pozwala na wytworzenie stanu zawieszonej animacji. Suszenie odbywa się w specjalnych urządzeniach. Kultury przechowywać w szczelnie zamkniętych ampułkach w temperaturze 4°C, najlepiej -30-70°C.
Odnawianie suszonych upraw. Końcówkę ampułki mocno rozgrzej w płomieniu palnika i dotknij ją wacikiem lekko zwilżonym zimną wodą, tak aby na szkle utworzyły się mikropęknięcia, przez które powoli przedostaje się powietrze do ampułki. Jednocześnie, przechodząc przez nagrzane krawędzie pęknięć, powietrze jest sterylizowane.
* (Jeśli na tamponie znajdzie się nadmiar wody, może ona przedostać się do ampułki i zakłócić sterylność kultury: zostanie zassana przez powstałe mikropęknięcia, ponieważ w ampułce panuje próżnia.)
Uwaga! Nie zapominaj, że w zamkniętej ampułce panuje próżnia. Jeśli powietrze dostanie się do ampułki natychmiast przez duży otwór, kultura w ampułce może zostać spryskana i wyrzucona.
Umożliwiając przedostanie się powietrza, szybko przełam górną część ampułki pęsetą i wyjmij ją. Lekko wypal otwór i dodaj rozpuszczalnik (bulion lub roztwór izotoniczny) do ampułki za pomocą sterylnej pipety Pasteura lub strzykawki. Wymieszać zawartość ampułki i zaszczepić ją na pożywce. Wzrost odnowionych roślin w pierwszych nasadzeniach może zostać spowolniony.
Zboża można także długotrwale konserwować w ciekłym azocie (-196°C) w specjalnych urządzeniach.
Metody krótkotrwałego utrwalania kultur to: 1) subkultywacja (okresowe dosiewanie na świeżym podłożu) w odstępach czasu zależnych od właściwości mikroorganizmu, podłoża i warunków uprawy. Pomiędzy przesadzaniami kultury przechowuje się w temperaturze 4°C; 2) konserwacja pod warstwą oleju. Hodowlę hoduje się na agarze w kolumnie o wysokości 5-6 cm, wypełnionej sterylną wazeliną (warstwa oleju około 2 cm) i przechowuje pionowo w lodówce. Okres przydatności do spożycia różnych mikroorganizmów jest różny, dlatego okresowo wysiewa się kulturę z probówek, aby sprawdzić jej żywotność; 3) przechowywanie w temperaturze -20-70°C; 4) przechowywanie w szczelnych tubach. W razie potrzeby przechowywany materiał wysiewa się na świeże podłoże.
Pytania kontrolne
1. Co obejmuje pojęcie „badań bakteriologicznych”?
2. Jaka powinna być kultura takich badań?
3. Co to jest kolonia, kultura, szczep, klon drobnoustroju?
4. Co obejmuje koncepcja „właściwości kulturowych drobnoustrojów”?
Ćwiczenia
1. Zbadaj i opisz kilka kolonii. Przenieś je na skosy agarowe i do sektora.
2. Zbadaj i opisz wzór wzrostu hodowli na skosach agarowych. Określ czystość i morfologię kultury w wybarwionym preparacie.
3. Przenieść hodowlę ze skosu agarowego do bulionu i podłoża do diagnostyki różnicowej. Zbadaj i zapisz w protokole wzór wzrostu kultury na tych podłożach i jej właściwości enzymatyczne.
Aktywność enzymatyczna gleb [od łac. Fermentum - zakwas] - zdolność gleby do wykazywania katalitycznego wpływu na procesy przemian egzogennych i własnych związków organicznych i mineralnych dzięki obecnym w niej enzymom. Charakteryzując aktywność enzymatyczną gleb mamy na myśli wskaźnik aktywności całkowitej. Aktywność enzymatyczna różnych gleb nie jest taka sama i jest związana z ich cechami genetycznymi oraz zespołem oddziałujących na siebie czynników środowiskowych. O poziomie aktywności enzymatycznej gleb decyduje aktywność różnych enzymów (inwertazy, proteazy, ureazy, dehydrogenazy, katalazy, fosfatazy), wyrażona ilością rozłożonego substratu w jednostce czasu na 1 g gleby.
Aktywność biokatalityczna gleb zależy od stopnia ich wzbogacenia w mikroorganizmy oraz od rodzaju gleby. Aktywność enzymów różni się w zależności od horyzontów genetycznych, które różnią się zawartością próchnicy, rodzajami reakcji, potencjałem redoks i innymi wskaźnikami profilu.
Na glebach dziewiczych o intensywności reakcji enzymatycznych decydują przede wszystkim poziomy ściółki leśnej, a na glebach ornych – warstwy orne. Wszystkie mniej aktywne biologicznie poziomy genetyczne znajdujące się pod poziomami A lub Ap mają niską aktywność enzymatyczną. Ich aktywność nieznacznie wzrasta wraz z uprawą gleby. Po zagospodarowaniu gleb leśnych na grunty orne aktywność enzymatyczna utworzonego horyzontu ornego w porównaniu ze ściółką leśną gwałtownie maleje, ale w miarę jej uprawy wzrasta i na glebach silnie uprawianych zbliża się lub przekracza wskaźniki ściółki leśnej.
Aktywność enzymów odzwierciedla stan żyzności gleby oraz zmiany wewnętrzne zachodzące w trakcie użytkowania rolniczego i podwyższania poziomu kultury rolniczej. Zmiany te wykrywane są zarówno przy zaangażowaniu w uprawę gleb dziewiczych i leśnych, jak i przy różnych sposobach ich wykorzystania.
Na całej Białorusi na glebach ornych rocznie traci się do 0,9 t/ha próchnicy. W wyniku erozji co roku z pól usuwanych jest bezpowrotnie 0,57 t/ha próchnicy. Przyczynami osuszania gleby są wzmożona mineralizacja materii organicznej gleby, opóźnienie procesów powstawania nowego próchnicy z mineralizacji na skutek niedostatecznego zaopatrzenia gleby w nawozy organiczne oraz spadek aktywności enzymatycznej gleby.
Przemiany biochemiczne materii organicznej gleby zachodzą w wyniku działania mikrobiologicznego pod wpływem enzymów. aktywność enzymatyczna mikroorganizm glebowy
Enzymy odgrywają szczególną rolę w życiu zwierząt, roślin i mikroorganizmów. Enzymy glebowe biorą udział w rozkładzie pozostałości roślinnych, zwierzęcych i mikrobiologicznych, a także w syntezie próchnicy. W efekcie składniki odżywcze zostają przeniesione z trudnostrawnych związków do form łatwo dostępnych dla roślin i mikroorganizmów. Enzymy charakteryzują się dużą aktywnością, ścisłą specyfiką działania i dużą zależnością od różnych warunków środowiskowych. Dzięki swojej funkcji katalitycznej zapewniają szybkie zajście ogromnej liczby reakcji chemicznych w organizmie lub poza nim.
Wraz z innymi kryteriami aktywność enzymatyczna gleby może służyć jako wiarygodny wskaźnik diagnostyczny określający stopień uprawy gleby. W wyniku badań 4, s. 91 ustalono związek pomiędzy aktywnością procesów mikrobiologicznych i enzymatycznych a wdrażaniem działań zwiększających żyzność gleby. Uprawa gleby i nawożenie w znaczący sposób zmieniają ekologiczne warunki rozwoju mikroorganizmów.
Obecnie w obiektach biologicznych odkryto kilka tysięcy pojedynczych enzymów, a kilkaset z nich wyizolowano i zbadano. Wiadomo, że żywa komórka może zawierać do 1000 różnych enzymów, z których każdy przyspiesza jedną lub drugą reakcję chemiczną.
Zainteresowanie zastosowaniem enzymów wynika także z faktu, że wymagania dotyczące zwiększenia bezpieczeństwa procesów technologicznych stale rosną. Obecne we wszystkich układach biologicznych, będąc zarówno produktami, jak i narzędziami tych układów, enzymy są syntetyzowane i funkcjonują w warunkach fizjologicznych (pH, temperatura, ciśnienie, obecność jonów nieorganicznych), po czym są łatwo wydalane, rozkładając się na aminokwasy. Zarówno produkty, jak i odpady większości procesów enzymatycznych są nietoksyczne i łatwo ulegają rozkładowi. Ponadto w wielu przypadkach enzymy stosowane w przemyśle produkowane są w sposób przyjazny dla środowiska. Enzymy odróżniają się od katalizatorów niebiologicznych nie tylko bezpieczeństwem i zwiększoną zdolnością do biodegradacji, ale także specyfiką działania, łagodnymi warunkami reakcji i wysoką wydajnością. Skuteczność i specyficzność działania enzymów pozwala na otrzymanie docelowych produktów z dużą wydajnością, co sprawia, że zastosowanie enzymów w przemyśle jest opłacalne ekonomicznie. Zastosowanie enzymów pozwala zmniejszyć zużycie wody i energii w procesach technologicznych, zmniejsza emisję CO2 do atmosfery oraz zmniejsza ryzyko zanieczyszczenia środowiska produktami ubocznymi cykli technologicznych.
Zastosowanie zaawansowanej technologii rolniczej może zmienić w korzystnym kierunku procesy mikrobiologiczne nie tylko warstw gruntów ornych, ale i podornych.
Przy bezpośrednim udziale enzymów zewnątrzkomórkowych rozkładają się związki organiczne gleby. Zatem enzymy proteolityczne rozkładają białka na aminokwasy.
Ureaza rozkłada mocznik na CO2 i NH3. Powstały amoniak i sole amonowe służą jako źródło pożywienia azotowego dla roślin i mikroorganizmów.
Inwertaza i amylaza biorą udział w rozkładzie węglowodanów. Enzymy z grupy fosforanowej rozkładają związki fosforoorganiczne w glebie i odgrywają ważną rolę w reżimie fosforanowym tej ostatniej.
Aby scharakteryzować ogólną aktywność enzymatyczną gleby, zwykle stosuje się najczęstsze enzymy charakterystyczne dla zdecydowanej większości mikroflory glebowej - inwertazę, katalazę, proteazę i inne.
W warunkach naszej republiki przeprowadzono wiele badań 16, s. 115 do badania zmian poziomu żyzności i aktywności enzymatycznej gleb pod wpływem antropogenicznym, jednak uzyskane dane nie dają wyczerpującej odpowiedzi na charakter tych zmian ze względu na trudność w porównaniu wyników wynikającą z różnic w warunkach doświadczalnych i metody badawcze.
W tym względzie poszukiwanie optymalnego rozwiązania problemu poprawy stanu próchnicznego gleby i jej aktywności enzymatycznej w określonych warunkach glebowo-klimatycznych w oparciu o rozwój zasobooszczędnych metod podstawowej uprawy roli i stosowanie środków ochrony gleby bardzo istotne płodozmiany, które pomagają zachować strukturę, zapobiegają zagęszczeniu gleby i poprawiają jej stan jakościowy oraz przywracają żyzność gleby przy minimalnych kosztach.
Enzymy są katalizatorami reakcji chemicznych o charakterze białkowym, charakteryzującymi się specyficznym działaniem w stosunku do katalizy niektórych reakcji chemicznych. Są produktami biosyntezy wszystkich żywych organizmów glebowych: roślin drzewiastych i zielnych, mchów, porostów, glonów, mikroorganizmów, pierwotniaków, owadów, bezkręgowców i kręgowców, reprezentowanych w środowisku naturalnym przez pewne agregaty - biocenozy.
Biosynteza enzymów w organizmach żywych odbywa się dzięki czynnikom genetycznym odpowiedzialnym za dziedziczne przekazywanie rodzaju metabolizmu i jego zmienności adaptacyjnej. Enzymy są aparatem roboczym, za pośrednictwem którego realizowane jest działanie genów. Katalizują tysiące reakcji chemicznych w organizmach, które ostatecznie składają się na metabolizm komórkowy. Dzięki nim reakcje chemiczne w organizmie zachodzą z dużą szybkością.
Obecnie znanych jest ponad 900 enzymów. Dzielą się na sześć głównych klas.
1. Oksyreduktazy katalizujące reakcje redoks.
2. Transferazy katalizujące reakcje międzycząsteczkowego przeniesienia różnych grup chemicznych i reszt.
3. Hydrolazy katalizujące reakcje rozszczepienia hydrolitycznego wiązań wewnątrzcząsteczkowych.
4. Liazy katalizujące reakcje przyłączania grup przy wiązaniu podwójnym i reakcje odwrotne abstrakcji takich grup.
5. Izomerazy katalizujące reakcje izomeryzacji.
6. Ligazy katalizujące reakcje chemiczne polegające na tworzeniu wiązań z powodu ATP (kwasu adenozynotrójfosforowego).
Kiedy żywe organizmy umierają i gniją, część ich enzymów ulega zniszczeniu, a część, dostając się do gleby, zachowuje swoją aktywność i katalizuje wiele reakcji chemicznych w glebie, uczestnicząc w procesach powstawania gleby i kształtowaniu cechy jakościowej gleby - żyzności . W różnych typach gleb w określonych biocenozach utworzyły się własne kompleksy enzymatyczne, różniące się aktywnością reakcji biokatalitycznych.
V.F. Kuprevich i T.A. Shcherbakova (1966) zauważają, że ważną cechą glebowych kompleksów enzymatycznych jest uporządkowanie działania istniejących grup enzymów, co objawia się tym, że zapewnione jest jednoczesne działanie wielu enzymów reprezentujących różne grupy ; wykluczone jest powstawanie i akumulacja związków występujących w nadmiarze w glebie; nadmiar nagromadzonych mobilnych prostych związków (na przykład NH3) jest tymczasowo wiązany w ten czy inny sposób i poddawany cyklom, których kulminacją jest utworzenie mniej lub bardziej złożonych związków. Kompleksy enzymatyczne są zrównoważonymi systemami samoregulującymi. W tym główną rolę odgrywają mikroorganizmy i rośliny, które stale uzupełniają enzymy glebowe, ponieważ wiele z nich jest krótkotrwałych. Liczbę enzymów pośrednio ocenia się na podstawie ich aktywności w czasie, która zależy od charakteru chemicznego reagujących substancji (substrat, enzym) oraz od warunków interakcji (stężenie składników, pH, temperatura, skład ośrodka, działanie aktywatory, inhibitory itp.).
W tym rozdziale omówiono udział w niektórych procesach chemicznych gleby enzymów z klasy hydrolaz – aktywność inwertazy, ureazy, fosfatazy, proteaz oraz z klasy oksyreduktaz – aktywność katalazy, peroksydazy i polifenolooksydazy, które mają ogromne znaczenie w przemianie substancji organicznych zawierających azot i fosfor, substancji węglowodanowych oraz w procesach powstawania próchnicy. Aktywność tych enzymów jest istotnym wskaźnikiem żyzności gleby. Ponadto scharakteryzowana zostanie aktywność tych enzymów w glebach leśnych i ornych o różnym stopniu uprawy na przykładzie gleb darniowo-bielicowych, szaroleśnych i darniowo-węglanowych.
CHARAKTERYSTYKA ENZYMÓW GLEBOWYCH
Inwertaza - katalizuje reakcje hydrolitycznego rozkładu sacharozy na równomolowe ilości glukozy i fruktozy, oddziałuje także na inne węglowodany tworząc cząsteczki fruktozy - produktu energetycznego niezbędnego do życia mikroorganizmów, katalizuje reakcje transferazy fruktozowej. Badania wielu autorów wykazały, że aktywność inwertazy lepiej niż innych enzymów odzwierciedla poziom żyzności i aktywności biologicznej gleb.
Ureaza katalizuje hydrolityczny rozkład mocznika na amoniak i dwutlenek węgla. W związku ze stosowaniem mocznika w praktyce agronomicznej należy mieć na uwadze, że aktywność ureazy jest większa na glebach bardziej żyznych. We wszystkich glebach wzrasta w okresach ich największej aktywności biologicznej – w lipcu – sierpniu.
Fosfataza (zasadowa i kwaśna) - katalizuje hydrolizę szeregu związków fosforoorganicznych z utworzeniem ortofosforanu. Aktywność fosfatazy jest odwrotnie proporcjonalna do zaopatrzenia roślin w fosfor mobilny, dlatego może służyć jako dodatkowy wskaźnik przy ustalaniu konieczności stosowania nawozów fosforowych do gleby. Największą aktywność fosfatazy obserwuje się w ryzosferze roślin.
Proteazy to grupa enzymów, przy udziale której białka rozkładają się na polipeptydy i aminokwasy, a następnie ulegają hydrolizie do amoniaku, dwutlenku węgla i wody. Pod tym względem proteazy mają ogromne znaczenie w życiu gleby, ponieważ są związane ze zmianami składu składników organicznych i dynamiką form azotu przyswajalnych przez rośliny.
Katalaza - w wyniku swojego aktywującego działania nadtlenek wodoru, toksyczny dla organizmów żywych, rozkłada się na wodę i wolny tlen. Roślinność ma duży wpływ na aktywność katalazy gleb mineralnych. Z reguły gleby pod roślinami o silnym, głęboko wnikającym systemie korzeniowym charakteryzują się dużą aktywnością katalazy. Osobliwością aktywności katalazy jest to, że zmienia się ona nieznacznie w dół profilu i ma odwrotną zależność od wilgotności gleby i bezpośrednią zależność od temperatury.
Oksydaza i peroksydaza polifenolowa - odgrywają ważną rolę w procesach powstawania próchnicy w glebach. Oksydaza polifenolowa katalizuje utlenianie polifenoli do chinonów w obecności wolnego tlenu atmosferycznego. Peroksydaza katalizuje utlenianie polifenoli w obecności nadtlenku wodoru lub nadtlenków organicznych. W tym przypadku jego rolą jest aktywacja nadtlenków, ponieważ mają one słabe działanie utleniające na fenole. Następnie może nastąpić kondensacja chinonów z aminokwasami i peptydami, tworząc pierwotną cząsteczkę kwasu humusowego, która później może stać się bardziej złożona w wyniku powtarzających się kondensacji (Kononova, 1963).
Zauważono (Chunderova, 1970), że stosunek aktywności oksydazy polifenolowej (S) do aktywności peroksydazy (D), wyrażony w procentach (), jest związany z akumulacją próchnicy w glebie, dlatego też wartość ta jest zwany warunkowym współczynnikiem akumulacji próchnicy (K). Na glebach ornych, słabo uprawianych Udmurcji w okresie od maja do września było to: na glebie darniowo-bielicowej – 24%, na glebie bielicowej szarej leśnej – 26% i na glebie darniowo-węglanowej – 29%.
PROCESY ENZYMATYCZNE W GLEBIE
Aktywność biokatalityczna gleb jest w istotny sposób zgodna ze stopniem ich wzbogacenia w mikroorganizmy (tab. 11), zależy od rodzaju gleby i zmienia się w zależności od poziomów genetycznych, co wiąże się ze specyfiką zmian zawartości próchnicy, odczynu, czerwono- Potencjał wołu i inne wskaźniki wzdłuż profilu.
Na glebach dziewiczych o intensywności reakcji enzymatycznych decydują przede wszystkim poziomy ściółki leśnej, a na glebach ornych – warstwy orne. Zarówno w niektórych, jak i w innych glebach wszystkie mniej aktywne biologicznie poziomy genetyczne znajdujące się pod poziomami A lub Ap mają niską aktywność enzymatyczną, która zmienia się nieznacznie w kierunku dodatnim wraz z uprawą gleby. Po zagospodarowaniu gleb leśnych na grunty orne aktywność enzymatyczna utworzonego horyzontu ornego w porównaniu ze ściółką leśną okazuje się znacznie zmniejszona, ale w miarę jej uprawy wzrasta i u gatunków wysoko uprawianych zbliża się lub przekracza wskaźniki leśną ściółkę.
11. Porównanie zawartości biogenów i aktywności enzymatycznej gleb środkowego Uralu (Pukhidskaya, Kovrigo, 1974)
|
Numer sekcji, nazwa gleby |
Horyzont, głębokość próbkowania, cm |
Całkowita liczba mikroorganizmów, tys. na 1 g abs. suchy gleby (średnia z 1962 r., 1964-1965) |
Wskaźniki aktywności enzymatycznej (średnia z lat 1969-1971) |
|||||||
|
Inwertaza, mg glukozy na 1 g gleby dziennie |
Fosfataza, mg fenoloftaleiny na 100 g gleby na 1 godzinę |
Ureaza, mg NH, na 1 g gleby na 1 dzień |
Katalaza, ml 0 2 na 1 g gleby w ciągu 1 min |
Oksydaza polifenolowa |
Peroksydaza |
|||||
|
mg purpurogaliny na 100 g gleby |
||||||||||
|
3. Sodowo-średniobielicowy, średnio gliniasty (pod lasem) |
||||||||||
|
Niezdeterminowany |
||||||||||
|
1. Sodowo-średniobielicowy, średniogliniasty, słabo uprawiany |
||||||||||
|
10. Szary las bielicowy, ciężki gliniasty, słabo uprawiany |
||||||||||
|
2. Węglan darniowy, lekko wyługowany, lekko gliniasty, lekko uprawiany |
||||||||||
Aktywność reakcji biokatalitycznych w glebach ulega zmianom. Najniższa jest wiosną i jesienią, a najwyższa zwykle w lipcu-sierpniu, co odpowiada dynamice ogólnego przebiegu procesów biologicznych w glebach. Jednak w zależności od rodzaju gleby i jej położenia geograficznego dynamika procesów enzymatycznych jest bardzo zróżnicowana.
Pytania testowe i zadania
1. Jakie związki nazywamy enzymami? Jakie jest ich wytwarzanie i znaczenie dla organizmów żywych? 2. Wymień źródła enzymów glebowych. Jaką rolę odgrywają poszczególne enzymy w procesach chemicznych gleby? 3. Podaj pojęcie kompleksu enzymatycznego gleb i jego funkcjonowania. 4. Podaj ogólny opis przebiegu procesów enzymatycznych w glebach dziewiczych i ornych.
Aktywność enzymatyczna. Pod aktywność enzymatyczna zrozumieć, jaka jego ilość katalizuje przemianę określonej ilości substratu w jednostce czasu. Do wyrażenia aktywności preparatów enzymatycznych stosuje się dwie alternatywne jednostki: międzynarodową (IU) i katalną (kat). Za międzynarodowa jednostka działania Ilość pobranego enzymu jest taka, że katalizuje konwersję 1 µmola substratu w produkt w ciągu 1 minuty w standardowych warunkach (zwykle optymalnych). Jeden jeździł na łyżwach oznacza ilość enzymu, która katalizuje konwersję 1 mola substratu w ciągu 1 s (1 kot = 6 ∙ 10 7 IU). W reakcji dwucząsteczkowej A + B = C + D za jednostkę aktywności enzymu przyjmuje się ilość, która katalizuje konwersję 1 µmola A lub B lub 2 µmola A (jeśli B = A) w ciągu 1 minuty .
Często preparaty enzymatyczne charakteryzują się specyficzną aktywnością, która odzwierciedla stopień oczyszczenia enzymu. Konkretna czynność to liczba jednostek aktywności enzymu na 1 mg białka.
Aktywność molekularna (liczba przemian enzymatycznych) - liczba cząsteczek substratu, które są przekształcane przez jedną cząsteczkę enzymu w ciągu 1 minuty, gdy enzym jest całkowicie nasycony substratem. Jest równa liczbie jednostek aktywności enzymu podzielonej przez ilość enzymu wyrażoną w mikromolach. Pojęcie aktywności molekularnej ma zastosowanie tylko do czystych enzymów.
Kiedy znana jest liczba centrów aktywnych w cząsteczce enzymu, koncepcja zostaje wprowadzona działanie centrum katalitycznego . Charakteryzuje się liczbą cząsteczek substratu, które ulegają przemianie w ciągu 1 minuty na centrum aktywne.
Aktywność enzymów jest w dużym stopniu uzależniona od warunków zewnętrznych, wśród których ogromne znaczenie ma temperatura i pH środowiska. Wzrost temperatury w zakresie 0−50°C prowadzi zwykle do łagodnego wzrostu aktywności enzymatycznej, co wiąże się z przyspieszeniem tworzenia kompleksu enzym-substrat i wszystkich kolejnych zdarzeń katalitycznych. Na każde 10°C wzrostu temperatury szybkość reakcji w przybliżeniu się podwaja (reguła van't Hoffa). Jednakże dalszemu wzrostowi temperatury (>50°C) towarzyszy wzrost ilości inaktywowanego enzymu na skutek denaturacji jego części białkowej, co wyraża się spadkiem aktywności. Każdy enzym jest scharakteryzowany temperatura optymalna– wartość temperatury, w której rejestrowana jest jego największa aktywność.
Zależność aktywności enzymu od wartości pH podłoża jest złożona. Każdy enzym jest scharakteryzowany optymalne pH środowisko, przy którym wykazuje maksymalną aktywność. W miarę oddalania się od tej wartości w tym czy innym kierunku aktywność enzymatyczna maleje. Wyjaśnia to zmiana stanu aktywnego centrum enzymu (zmniejszenie lub wzrost jonizacji grup funkcyjnych), a także trzeciorzędowa struktura całej cząsteczki białka, która zależy od stosunku kationów i anionów w nim skupia. Większość enzymów ma optymalne pH w zakresie neutralnym. Istnieją jednak enzymy, które wykazują maksymalną aktywność przy pH 1,5 (pepsyna) lub 9,5 (arginaza). Podczas pracy z enzymami należy utrzymywać pH stosując odpowiedni roztwór buforowy.
Aktywność enzymów podlega znacznym wahaniom w zależności od ekspozycji inhibitory(substancje, które częściowo lub całkowicie zmniejszają aktywność) i aktywatory(substancje zwiększające aktywność). Ich rolę pełnią kationy metali, niektóre aniony, nośniki grup fosforanowych, redukujące odpowiedniki, specyficzne białka, pośrednie i końcowe produkty metabolizmu itp.
Zasady kinetyki enzymatycznej. Istotą badań kinetycznych jest określenie maksymalnej szybkości reakcji enzymatycznej ( V max) i stałe Michaelisa K M. Kinetyka enzymów bada tempo ilościowych przemian jednych substancji w inne pod wpływem enzymów. Szybkość reakcji enzymatycznej mierzy się utratą substratu lub wzrostem powstałego produktu w jednostce czasu lub zmianą stężenia jednej z sąsiadujących form koenzymu.
Wpływ stężenie enzymu na szybkość reakcji wyraża się następująco: jeśli stężenie substratu jest stałe (pod warunkiem, że substratu jest nadmiar), to szybkość reakcji jest proporcjonalna do stężenia enzymu. Do badań kinetycznych stosuje się stężenie enzymu wynoszące 10–8 M miejsc aktywnych. Optymalną wartość stężenia enzymu wyznacza się z wykresu zależności aktywności enzymu od jego stężenia. Uważa się, że optymalna wartość leży na plateau otrzymanego wykresu w zakresie wartości aktywności enzymu, które są w niewielkim stopniu zależne od jego stężenia (ryc. 4.3).
Ryż. 4.3. Zależność szybkości reakcji enzymatycznej
na stężenie enzymu
Aby zbadać wpływ stężenie substratu aby określić szybkość reakcji enzymatycznej, najpierw skonstruuj krzywą kinetyczną odzwierciedlającą zmianę stężenia substratu (S 1) lub produktu (P 1) w czasie (ryc. 4.4) i zmierz prędkość początkową ( V 1) reakcje jako tangens kąta nachylenia stycznej do krzywej w punkcie zerowym.
Ryż. 4.4. Krzywe kinetyczne reakcji enzymatycznej
Konstruując krzywe kinetyczne dla innych stężeń danego substratu (S 2, S 3, S 4 itd.) lub produktu (P 2, P 3, P 4 itd.) i wyznaczając szybkości początkowe ( V 2, V 3 , V 4 itd.) reakcji, zbuduj wykres zależności początkowej szybkości reakcji enzymatycznej od stężenia substratu (przy stałym stężeniu enzymu), który ma postać hiperboli (ryc. 4.5).
Ryż. 4,5. Zależność początkowej szybkości reakcji enzymatycznej
na stężenie substratu
Kinetykę wielu reakcji enzymatycznych opisuje równanie Michaelisa – Mentena. Przy stałym stężeniu enzymu i niskie stężenia substratu[S] początkowa szybkość reakcji jest wprost proporcjonalna do [S] (ryc. 4.5). W tym przypadku mówimy o półnasyceniu enzymu substratem, gdy połowa cząsteczek enzymu ma postać kompleksu enzym-substrat, a szybkość reakcji V = 1/2V maks. Ze względu na substrat reakcja jest pierwszego rzędu (szybkość reakcji jest wprost proporcjonalna do stężenia jednego reagenta) lub drugiego rzędu (szybkość reakcji jest proporcjonalna do iloczynu stężeń dwóch reagentów).
Na wysokie wartości stężenie substratu[S] szybkość reakcji jest prawie niezależna od [S]: wraz z dalszym wzrostem [S] szybkość reakcji rośnie coraz wolniej i ostatecznie staje się stała (maksymalna) (ryc. 4.5). W tym przypadku całkowite nasycenie enzymu substratem osiąga się, gdy wszystkie cząsteczki enzymu mają postać kompleksu enzym-substrat i V = V maks. W odniesieniu do substratu reakcja jest rzędu 0 (szybkość reakcji nie zależy od stężenia reagentów).
W 1913 roku L. Michaelis i M. Menten zaproponowali prosty model wyjaśniający taką kinetykę. Według tego modelu utworzenie specyficznego kompleksu enzym-substrat jest niezbędnym etapem pośrednim w katalizie.
k 1 k 3
Mi + S ⇄ ES → Mi + P
Enzym E łączy się z substratem S, tworząc kompleks ES. Stała szybkości tego procesu wynosi k 1. Los kompleksu ES jest dwojaki: może on albo dysocjować na enzym E i substrat S ze stałą szybkością k 2, lub ulegają dalszej transformacji, tworząc produkt P i wolny enzym E, ze stałą szybkością k 3. Postuluje się, że produkt reakcji nie przekształca się w wyjściowy substrat. Warunek ten jest spełniony w początkowej fazie reakcji, przy niskim stężeniu produktu.
Szybkość katalizy określa się w warunki szpitalne, gdy stężenie produktów pośrednich pozostaje stałe, natomiast stężenie substancji wyjściowych i produktów końcowych jest zmienne. Dzieje się tak, gdy szybkość tworzenia kompleksu ES jest równa szybkości jego rozpadu.
Można wprowadzić nową stałą K M - Stała Michaelisa(mol/l), co jest równe
Równanie Michaelisa – Mentena, wyrażające ilościową zależność pomiędzy szybkością reakcji enzymatycznej a stężeniem substratu, ma postać
(4.2)
Równanie to odpowiada wykresowi szybkości reakcji w funkcji stężenia substratu. Na niskie stężenia substratu, gdy [S] jest znacznie mniejsze niż KM, V = V max [S]/K M, czyli szybkość reakcji jest wprost proporcjonalna do stężenia substratu. Na wysokie stężenia substratu, gdy [S] jest znacznie wyższe niż KM, V = V max, czyli szybkość reakcji jest maksymalna i nie zależy od stężenia substratu.
Jeżeli [S] = K M, to V = V maks./2.
Tym samym K. M równe stężeniu substratu, przy którym szybkość reakcji jest o połowę mniejsza.
Stała Michaelisa (K M) i maksymalna szybkość reakcji ( V max) są ważnymi charakterystykami prędkości przy różnych stężeniach substratu. V max – stała wartość dla każdego enzymu pozwala ocenić skuteczność jego działania.
Stała Michaelisa pokazuje powinowactwo substratu do enzymu (w przypadku gdy k 2 >> k 3): im mniejszy KM, tym większe powinowactwo i większa szybkość reakcji i odwrotnie. Każdy substrat charakteryzuje się własną wartością KM dla danego enzymu, a ich wartości można wykorzystać do oceny specyficzności substratowej enzymu. Stała Michaelisa zależy od rodzaju substratu, temperatury, pH, siły jonowej roztworu i obecności inhibitorów.
Z uwagi na to, że definicja V max i KM bezpośrednio z graficznej zależności Michaelisa–Mentena (ryc. 4.5) jest niejednoznaczne, uciekają się do linearyzacji tego równania. W tym celu przekształca się go do takiej postaci, aby można go było wyrazić graficznie jako linię prostą. Istnieje kilka metod linearyzacji, wśród których najczęściej stosowane są metody Lineweavera–Burka i Edy’ego–Hofstee’ego.
Konwersja Lineweaver – Burk wygląda jak
(4.3)
Zbuduj wykres zależności 1/ V = F(1/[S]) i otrzymać prostą, której przecięcie z osią y daje wartość 1/ V maks. ; odcinek odcięty przez prostą na osi odciętych daje wartość −1/K M, a tangens kąta nachylenia prostej do osi odciętych wynosi K M / V max (ryc. 4.6). Ten wykres pozwala dokładniej określić V maks. Jak zobaczymy poniżej, z tego wykresu można również uzyskać cenne informacje dotyczące hamowania aktywności enzymu.
Ryż. 4.6. Metoda linearyzacji równania Michaelisa – Mentena
(wg Lineweavera – Burke’a)
metoda Edie-Hofstee opiera się na przekształceniu równania Michaelisa – Mentena poprzez pomnożenie obu stron przez V maks.:
(4.4)
Wykres we współrzędnych V I V/[S] to linia prosta, której przecięcie z osią y daje wartość V max, a wartością jest odcinek odcięty linią prostą na osi odciętych V max /K M (ryc. 4.7). Dzięki temu bardzo łatwo jest określić K M i V max , a także zidentyfikować możliwe odchylenia od liniowości, które nie zostały wykryte na poprzednim wykresie.
Ryż. 4.7. Metoda linearyzacji równania Michaelisa – Mentena
(wg Ediego – Hofstee)
Hamowanie aktywności enzymów. Działanie enzymów może zostać całkowicie lub częściowo zahamowane przez niektóre substancje chemiczne - inhibitory . Ze względu na charakter działania inhibitory dzielimy na odwracalne i nieodwracalne. Podział ten opiera się na sile wiązania inhibitora z enzymem.
Odwracalne inhibitory - są to związki, które oddziałują niekowalencyjnie z enzymem i po ich usunięciu przywracana jest aktywność enzymu. Odwracalne hamowanie może być konkurencyjne, niekonkurencyjne i niekonkurencyjne.
Przykład hamowanie konkurencyjne to efekt strukturalnych analogów substratu, które mogą wiązać się z centrum aktywnym enzymu w podobny sposób jak substrat, nie zamieniając się jednak w produkt i uniemożliwiając oddziaływanie enzymu z prawdziwym substratem, czyli występuje konkurencja pomiędzy substratem a inhibitorem w celu związania się z centrum aktywnym enzymu. W wyniku tworzenia kompleksów enzym-inhibitor (EI) zmniejsza się stężenie kompleksów ES, a co za tym idzie, zmniejsza się szybkość reakcji. Innymi słowy, inhibitor konkurencyjny zmniejsza szybkość katalizy poprzez zmniejszenie proporcji cząsteczek enzymu wiążących substrat.
Pomiar szybkości reakcji przy różnych stężeniach substratu pozwala na rozróżnienie hamowania konkurencyjnego od niekonkurencyjnego. Z hamowaniem konkurencyjnym na wykresie zależności 1/ V=F(1/[S]) proste przecinają oś rzędnych w jednym punkcie 1/ V max niezależnie od obecności inhibitora, natomiast w obecności inhibitora tangens kąta nachylenia prostej do osi odciętych wzrasta, tj. V max nie zmienia się, natomiast KM wzrasta, co wskazuje na spadek powinowactwa substratu do enzymu w obecności inhibitora (ryc. 4.8). W konsekwencji, przy dostatecznie wysokim stężeniu substratu w warunkach rywalizacji o miejsce aktywne enzymu, gdy substrat wypiera inhibitor z miejsca aktywnego, można wyeliminować inhibicję i przywrócić szybkość katalizowanej reakcji. W tym przypadku równanie Michaelisa – Mentena ma postać
(4.5)
gdzie [I] oznacza stężenie inhibitora; K I – stała hamowania.
Stała hamowania charakteryzuje powinowactwo enzymu do inhibitora i jest stałą dysocjacji kompleksu EI:
(4.6)
W obecności inhibitora kompetycyjnego tangens kąta nachylenia prostej do osi x zwiększa się o wartość (1 + [I]/ K I).
Ryż. 4.8. Hamowanie konkurencyjne:
a – schemat; b – wyraz graficzny wg Lineweavera – Burke’a
Na hamowanie niekonkurencyjne inhibitor różni się budową od substratu i wiąże się nie z substancją czynną, ale z allosterycznym centrum enzymu. Prowadzi to do zmiany konformacji centrum aktywnego enzymu, czemu towarzyszy spadek aktywności katalitycznej enzymu. Ponadto inhibitor może wiązać się nie tylko z wolnym enzymem (E + I → EI), ale także z kompleksem enzym-substrat (ES + I → ESI). Obie formy EI i ESI są nieaktywne. Substrat i inhibitor mogą być jednocześnie wiązane przez cząsteczkę enzymu, ale ich miejsca wiązania nie nakładają się. Działanie inhibitora niekonkurencyjnego polega na zmniejszeniu liczby przemian enzymatycznych, a nie na zmniejszeniu proporcji cząsteczek enzymu wiążących substrat. Inhibitor nie zapobiega tworzeniu się kompleksów ES, ale hamuje przemianę substratu w produkt. w konsekwencji V max maleje, tj. w obecności inhibitora przecięcie prostej z osią rzędnych nastąpi w wyższym punkcie (ryc. 4.9). Tangens kąta nachylenia prostej do osi odciętej wzrasta w tym samym stopniu, równym KM / V maksI. KM w przeciwieństwie do V max nie zmienia się, więc niekonkurencyjnego hamowania nie można wyeliminować poprzez zwiększenie stężenia substratu.
Ryż. 4.9. Hamowanie niekonkurencyjne:
a – schemat; b – wyraz graficzny wg Lineweavera – Burke’a
Maksymalna szybkość reakcji V max I w obecności niekonkurencyjnego inhibitora opisuje równanie
(4.7)
W szczególnym przypadku hamowanie niekonkurencyjne, gdy inhibitor wiąże się tylko z kompleksem ES i nie wiąże się z wolnym enzymem, na wykresie zależności 1/ V = F Proste (1/[S]) są do siebie równoległe i przecinają oś rzędnych i odciętych w różnych punktach (rys. 4.10).
Ryż. 4.10. Hamowanie niekonkurencyjne:
a – schemat; b – wyraz graficzny wg Lineweavera – Burke’a
Nieodwracalne inhibitory są wysoce reaktywnymi związkami o różnym charakterze chemicznym, które mogą oddziaływać z funkcjonalnie ważnymi grupami centrum aktywnego, tworząc silne wiązania kowalencyjne. Prowadzi to do nieodwracalnej utraty aktywności enzymatycznej. W tym względzie teoria Michaelisa-Mentena, oparta na założeniu, że dodanie inhibitora do enzymu jest odwracalne, nie ma w tym przypadku zastosowania.
Przykładem nieodwracalnego hamowania jest oddziaływanie enzymów z jonami metali ciężkich, które przyłączają się do grup sulfhydrylowych reszt cysteinowych enzymu i tworzą merkaptydy – związki praktycznie niedysocjujące, czyli kowalencyjna modyfikacja enzymu pod wpływem działania alkilującego agenci.
Metabolizm- podtrzymujący życie zespół reakcji chemicznych zachodzących w organizmie. Kiedy pomyślisz o miliardach reakcji, które stale zachodzą, możesz być zaskoczony, ile energii pozostaje nam na cokolwiek innego. A ponieważ jednym z głównych celów metabolizmu jest dostarczenie organizmowi energii gotowej do wykorzystania, bardzo ważne jest, aby jej produkcja przewyższała – i to zdecydowanie – koszty produkcji. Na szczęście w toku ewolucji otrzymaliśmy cząsteczki, których głównym zadaniem było zmniejszenie kosztów energii potrzebnej do reakcji chemicznych w organizmie. Nazywa się je enzymami.
Są to duże cząsteczki białka, które są obecne we wszystkich naszych komórkach i poprzez szereg reakcji przekształcają jedną rzecz (powiedzmy cząsteczkę cukru), zwaną substratem, w inną (na przykład substancję związaną z glukozą, z której organizm syntetyzuje tłuszcze) – produkt lub metabolit. Pomyśl o enzymach jak o dużych, zautomatyzowanych fabrykach: z jednej strony ogromnego budynku wprowadzasz kłodę (podłoże), a z niej wychodzi piękna salaterka (produkt). Oczywiście możesz to zrobić ręcznie, ale zajmie to dużo więcej wysiłku i czasu; Fabryka znacznie poprawia wydajność.
Enzymy robią to samo wewnątrz ogniwa, szybko przekształcając substraty w produkty, zużywając przy tym bardzo mało energii. Reakcje, które powodują (biolodzy używają słowa „katalizują”) rzadko lub nigdy nie zachodzą bez pomocy enzymów. Jeśli tak się stanie, szybkość reakcji stanowi niewielki ułamek tego, co byłoby możliwe w przypadku enzymu, a koszt energii jest znacznie wyższy.
Względne rozmiary enzymów są bardzo duże. Ich cząsteczki mogą być 10–20 tysięcy razy większe niż cząsteczki przetwarzanego przez nie substratu. To naprawdę wygląda jak fabryka i kłoda. Na ryc. Rysunek 7.4 przedstawia przemianę substratu A w produkt B. Jednak większość reakcji nie zachodzi w izolacji: są one łączone z kolejnymi, gdzie B (obecnie substrat) zamienia się w C (nowy produkt). Enzym 1 przekształca A w B, a enzym 2 przekształca B w C.
Ryż. 7.4. Prosta reakcja enzymatyczna
Enzymy mogą pracować z różną mocą w zależności od rezerw (ilości substratu) i potrzeb (ilości produktu dostępnego w komórce). Podobnie jak przenośnik taśmowy, który porusza się szybciej lub wolniej w zależności od podaży surowców i zapotrzebowania na gotowe produkty, enzymy zmieniają tempo przemian substratów (w żargonie fachowym – „aktywność”). Mogą nawet katalizować reakcje odwrotne, przekształcając produkt w substrat. Ogólnie rzecz biorąc, enzymy określają, czy zachodzi reakcja, a jeśli tak, to jak szybko i w jakim kierunku.
Aktywność enzymatyczna i forma enzymu
Oryginalny postać enzymów przypomina łańcuch aminokwasów ułożonych w sekwencję zakodowaną w DNA. Ponieważ jednak aminokwasy mają powinowactwo chemiczne i fizyczne, łańcuch składa się i tworzy trójwymiarowy kształt, przypominający bardzo długi sznur namagnesowanych koralików (rysunek 7.5).
Ryż. 7,5. Model komputerowy enzymu hydrolazy cADP-rybozy (CD38)
Jeden sposób na dostosowanie aktywność enzymatyczna- zmiana formy enzymatyczne. Ma to poważne konsekwencje, ponieważ zmienia jego właściwości chemiczne i fizyczne, a także zdolność do modyfikowania szybkości reakcji. Wielu naukowców zajmujących się enzymami w poetycki sposób opisuje szybkość, z jaką enzymy zmieniają konfiguracje, aby wykonać swoje zadania. Oto reprezentatywny artykuł z Encyklopedii Nowego Świata (http://www.newworldencyclopedia.org):
Aby enzym działał, musi przyjąć trójwymiarowy kształt. Sposób, w jaki zachodzi ten złożony proces, pozostaje tajemnicą. Mały łańcuch składający się ze 150 aminokwasów tworzy enzym, który ma niesamowitą liczbę możliwych konfiguracji: jeśli sprawdzisz 1012 różnych konfiguracji na sekundę, znalezienie tej właściwej zajmie 1026 lat...
Ale zdenaturowany enzym może w ułamku sekundy prawidłowo się złożyć, a następnie wziąć udział w reakcjach chemicznych... To pokazuje oszałamiającą złożoność i harmonię Wszechświata.
Próbując opisać to, co nie do opisania, autor podaje przykład stosunkowo małej (jak na enzym) hipotetycznej cząsteczki. Szybkość, z jaką enzym składa się z liniowego łańcucha w gotową do użycia kulę, jest fenomenalna. Równie oszałamiająca jest chemiczna różnorodność substratów, które może metabolizować pojedynczy aktywny enzym. Równie imponująca jest ogromna liczba czynników, które mogą modyfikować strukturę enzymów, ich liczbę i aktywność.
Wszystko to widać głęboko związek między metabolizmem składników odżywczych a światem enzymów. Reakcje, które katalizują, są nieskończone i nieskończenie powiązane, są kontrolowane przez składniki odżywcze i pokrewne związki, również w nieskończonej liczbie.
